2026, Vol. 46
放射治疗作为根治性和姑息性癌症治疗的关键治疗方案，其疗效取决于在最大化杀伤肿瘤细胞的同时，最小化对周围组织器官的损伤[1]。尽管调强放疗及质子重离子治疗等物理技术的进步已显著优化了剂量分布，但生物学层面的个体差异仍导致部分患者出现复发或放射性损伤，其关键制约因素包括：DNA损伤修复能力的差异、肿瘤干细胞的富集以及缺氧微环境的影响。
长期以来，放射生物学研究主要依赖于二维细胞培养和异种移植瘤模型。然而，前者缺乏必需的细胞-基质相互作用及空间关系研究，后者则因耗时昂贵且难以进行高通量筛选而存在局限。患者来源类器官(patient-derived organoids, PDOs)的出现填补了这一空白。PDOs可以从患者组织(包括正常组织或肿瘤组织)中获得，其作为一种临床前替身，不仅能保留亲代的遗传异质性，还能模拟体内的氧梯度和营养代谢环境，为解决上述临床瓶颈提供了理想的转化模型。
目前，PDOs已被广泛应用于肿瘤放疗的各类研究中。在精准医疗方面，研究人员利用类器官生物样本库，精准预测个体对特定药物的不良反应和响应概率，不仅推动新治疗靶点的开发，更能设计个性化治疗方案，实现精准治疗预测的临床转化[2-3]。在放射肿瘤学领域，PDOs的应用并非简单的技术迁移，而是放射生物学模型的一次范式变革。本文聚焦现有的放疗相关PDOs研究，对其在肿瘤放疗领域的应用现状与研究进展进行系统阐述。
一、PDOs技术的发展历程类器官技术的核心原理是利用成体干细胞或多能干细胞，通过在培养体系中精准调控细胞因子，在体外诱导细胞自发形成具有器官特异性结构和部分生理功能的三维细胞聚合体[4]。自Sato等[5]利用单个Lgr5+干细胞构建出首个肠道类器官以来，类器官技术逐渐从基础发育模型向复杂临床转化平台演进。研究早期，学者成功建立了人类结直肠肿瘤的长期可传代类器官，保留原发肿瘤的基因组、病理与分化特征，奠定肿瘤类器官的核心培养范式。随后，该技术因其独特的优势被《Nature Methods》评为年度技术[6]。
随着技术的成熟，相关临床研究证实直肠癌PDOs对放疗的反应能高度预测患者的临床疗效，使其成为评估放疗敏感性的“临床前替身”[7-8]。在药物研发方面，Herpers等[9]在结直肠癌PDOs和正常结肠黏膜PDOs中进行高通量药物筛选，从500多种双特异性抗体中鉴别出临床候选药物MCLA-158，实现了在实体瘤类器官中进行临床候选药物的高效筛选，为肿瘤精准医疗提供了新的工具。值得关注的是，美国食品药品监督管理局(FDA)正积极推动类器官替代动物实验，FDA批准了SillaJen公司的研究性新药申请(IND)修正案，本次申报的有效性依据完全来源于人类的血管化类器官模型，而非传统动物实验，这在全球肿瘤学及生物医药审评领域具有里程碑意义。
近年，类器官技术步入高速发展阶段，已广泛应用于生命科学及医学研究领域[10-12]。目前，涵盖结直肠癌、肺癌、乳腺癌、宫颈癌和头颈部恶性肿瘤等多种疾病的PDOs生物样本库陆续被构建成功[13-14]，研究者还可通过整合肿瘤DNA测序数据，实现对多种形式的肿瘤克隆异质性和系统发育关系的精准解析，为肿瘤演化以及放射敏感性差异机制的研究提供全新视角[3]。
二、类器官的放疗模型迄今为止，放疗相关的研究大多使用二维细胞模型和异种移植模型，然而这两种模型都有其局限性，类器官模型的出现填补了这一空白，其在放疗领域的价值已被诸多研究证实：PDOs可精准反映肿瘤放疗敏感性，进而有效预测患者临床放疗效果，成为衔接实验室基础研究与临床放疗应用的关键桥梁[2, 15]。表 1列举了PDOs模型在放射治疗相关研究中的应用[19-30]。PDOs有以下核心优势可以精准匹配放疗研究的需求：第一，PDOs作为一种具有高度保留来源组织生物学特征和异质性的体外模型，能够有效模拟亲代组织类似的基因谱系和病理学特征[16]；第二，通过低氧环境培养，PDOs可以被诱导产生缺氧相关的生物学行为，从而模拟实体肿瘤在缺氧下的微观形态和生长情况[17]；第三，γ-H2AX是DNA双链断裂损伤的经典标志物，对放疗后的PDOs进行γ-H2AX定量后可反映放疗诱导的初期DNA双链断裂水平[18]，结合凋亡检测、细胞活率检测等评价指标可全面评估PDOs的放射生物学效应。基于以上优势，PDOs模型在放疗敏感性预测和放疗抵抗机制的转化研究中具有不可替代的价值。
|
表 1 患者来源类器官模型在放射治疗研究中的应用 Table 1 Application of patient-derived organoids models in radiotherapy |
1. 放疗敏感性预测模型：建立精准的放疗敏感性预测模型是实现生物剂量引导放疗的核心挑战。PDOs凭借其对亲代肿瘤基因组及微环境的高度保真性，正逐渐成为评估个体化辐射响应的理想临床前模型[31]。
在结直肠癌(colorectal cancer, CRC)领域，PDOs已从单纯的表型一致性验证进化为高精度的物理量化平台。多项前瞻性队列研究证实，CRC-PDOs对放化疗的应答预测与临床肿瘤退缩分级高度匹配[7-8, 24-25, 32-33]，其预测准确性显著优于传统二维细胞系，根本原因在于二维模型无法复刻实体瘤内部由3D堆叠自发形成的“外层富氧-内层缺氧”梯度。Hsu等[19]创新性引入单次打击多靶点模型，测定了整合细胞间通讯与3D空间屏蔽效应后的致死剂量(D0值)。这种量化分析揭示了二维模型从未证实的规律：即辐射敏感性不仅取决于内源性基因表达，更受到由组织架构决定的氧增强比梯度所调控。近期，Sakshaug等[34]的系统评价显示PDOs的阳性预测值达68%、阴性预测值达78%，优于传统经验性治疗指导的效果。这些研究结果表明放疗评估已从单纯的细胞毒性测试迈向了精准剂量模拟的新阶段。
在头颈部鳞癌(head and neck squamous cell carcinoma, HNSCC)及鼻咽癌(nasopharyngeal carcinoma, NPC)的研究中，PDOs不仅在临床治疗反应与患者保持高度一致[20, 35]，还展现了其在模拟复杂基因型、复杂微环境等方面的价值。Issing等[36]利用PDOs库揭示了TP53突变与HPV状态在3D空间构象下对辐射应答的作用，突出了HNSCC-PDOs模型在HNSCC预后分层、放疗剂量优化及组合疗法开发中的转化价值。针对复发性鼻咽癌，Lucky等[21]通过PDOs成功模拟了物理性缺氧导致的α/β比值偏移，并据此优化了分次放射剂量。这种基于3D结构所获取的生物学参数，为临床解决放疗抵抗提供了更真实的数据依据，证实了PDOs在捕捉复杂微环境诱导的放射增敏机制中具有不可替代的创新意义。
在宫颈癌(cervical cancer, CC)中，PDOs能够跨越病理分型，模拟复杂的临床应答图谱。研究证实，不同患者来源的PDOs表现出显著的放疗敏感性差异，且该差异与患者的临床随访数据高度一致[23]。Seol等[22]利用CC-PDOs生物样本库准确识别出腺癌和大细胞神经内分泌癌的内源性放疗抵抗，以及鳞状细胞癌和绒毛膜癌的高敏感性，这一发现与临床上的治疗效果相对应。CC-PDOs能够保留原始组织的空间结构、遗传学特性和致病HPV基因组[37]，有望成为协助临床在短时间内制定精准放疗策略的预测工具。
在其他恶性肿瘤中，PDOs反映不同患者之间的放疗敏感异质性的能力也得到了证实，其中包括胶质母细胞瘤、肝癌和食管癌[38-41]。值得注意的是，Roohani等[42]利用软组织肉瘤PDOs证实，即使是相同病理分型的肿瘤，PDOs在不同剂量照射下的应答也存在显著差异，有效反映了临床上的内源性异质性也是影响肿瘤放射敏感性的重要因素。
2. 放疗抵抗模型：放疗抵抗是导致肿瘤局部控制失败及复发的核心病理基础之一，这一现象使得疗效降低，减少患者获益[1]。放疗抵抗是一个涉及基因组不稳定性、表观遗传重塑及微环境适应的多维生物学过程[43]。PDOs凭借其对亲代肿瘤空间构象与遗传异质性的高保真复刻[3]，已成为解析这一复杂过程并筛选逆转策略的关键平台。
PDOs首先在揭示驱动抵抗的“上游元凶”方面展现了独特优势。依托单细胞全基因组测序，Andel等[44]在CRC-PDOs中证实，预先存在的亚克隆及其介导的染色体不稳定性是驱动放疗抵抗的内源性动力。进一步发现，BRAF突变的类器官表现出显著更高的放疗抗性[45]。在表观遗传层面，Yu等[26]发现NSUN6介导的m5C甲基化修饰可通过激活NDRG1信号轴诱导宫颈癌的放疗抵抗。值得注意的是，这种精细的表观遗传修饰在传统二维细胞系的长期传代中极易丢失，而PDOs能够完整保留这些表观特征，从而为解析“非基因突变驱动”的抵抗机制提供了不可替代的窗口。
在明确上游驱动力的基础上，PDOs进一步阐明了具体的信号执行网络。Xiao等[25]在CRC-PDOs中揭示，放疗可激活RAS-MAPK通路，进而上调RAD51介导的同源重组修复，导致肿瘤细胞产生放疗抵抗。同样，在HNSCC-PDOs中，Melia等[46]发现放疗抵抗细胞是通过强化G2/M期检查点功能，进而提高DNA损伤修复。这些发现从信号传导与细胞周期动力学层面，绘制了放疗抵抗的机制图谱。
基于上述机制解析，PDOs成为验证新型的逆转放疗抵抗的高通量载体。针对RAD51介导的修复逃逸，研究证实MEK抑制剂与PARP抑制剂联用可阻断DNA修复闭环，在3D微环境下产生强效协同增敏作用[25]；而针对G2/M期阻滞，Chk1与Wee1抑制剂的联用则成功迫使受损细胞提前进入有丝分裂并凋亡[46]。综上所述，PDOs不仅重构了从表观遗传到信号网络的抵抗分子图谱，更为开发个体化放射增敏方案提供了坚实的循证依据。
3. 放疗不良反应模型：放疗会对周围的正常组织造成难以避免的损伤[47]，常见的包括放射性肠炎、放射性口腔黏膜炎、放射性肺炎和皮肤黏膜炎症等。一些研究者利用正常组织来源的PDOs构建了放疗不良反应模型，对放疗不良反应的产生机制和相关预防进行探索和开发。
辐射诱导的肠道损伤核心在于肠道干细胞的耗竭及其再生能力的丧失。隐窝内含有维持肠上皮动态更新的成体干细胞群体，因此构建放射性肠炎模型的核心在于隐窝-绒毛结构的形成[5]。Van De Wetering等[4]在体外形成可长期培养和具备动态更新能力的CRC-PDOs，这种模型成功复刻了体内干细胞对辐射的敏感性，并以此为平台筛选出了丙戊酸等靶向再生修复的候选药物[27]。借助此模型，研究人员通过对PDOs进行微环境与新材料干预，揭示了非细胞组分在损伤修复中的关键价值。例如，健康捐献者的粪便病毒群移植可有效改善辐射应答[48]；而Han等[49]利用纳米材料保护肠道PDOs的实验，则展示了生物材料与三维组织模型交叉应用在预防放射损伤中的广阔前景。
在头颈部肿瘤的放射损伤中，唾液腺功能障碍所致的口干症严重影响患者生活质量，且目前缺乏有效治疗手段。针对头颈部放疗导致的口干症，Robert团队成功利用人源唾液腺类器官修复了受损小鼠的腺体分泌功能[50]。这一进展的科学意义在于证明了PDOs不仅是建模工具，更是具备功能性替代潜力的治疗载体，特别是Ⅰ型干扰素(IFN-I)信号通路作为潜在疗法靶点的发现，为腺体损伤的减毒治疗提供了精准依据[51]。正如Tuveson等[2]所强调，PDOs不仅为筛选潜在防护靶点提供了平台，更为实现个体化放射损伤评估奠定了理论基石。
放射性肺损伤是胸部肿瘤放疗的主要不良反应。韩蕊等[29]对不同发育阶段的肺泡类器官进行梯度剂量的γ射线照射，结果显示，不同发育阶段的肺泡类器官对放疗的敏感性不同。肺泡类器官由于能够高度模拟肺泡上皮的3D结构及Ⅱ型肺泡上皮细胞的干性特征，已成为解析放射性肺炎发病机制及评价放射防护药物的关键平台[52-53]。随着病情演变，急性放射性肺炎会向慢性放射性肺纤维化转化，针对后续的纤维化演变，最新研究通过构建肺泡PDOs，发现原癌基因JUNB能够驱动上皮细胞向促纤维化表型转变，可有效推动特发性肺纤维化新治疗策略的开发[28]。
放射性皮炎是放疗常见的并发症之一[54]。皮肤类器官凭借其能够通过定向分化实现多层级结构重建的优势，成为研究放射性皮炎的卓越载体。目前，该模型已能复刻毛囊、汗腺等附属结构[55]。尽管在整合血管与免疫微环境方面仍面临挑战，但其在复刻上皮-间质交互作用方面的深度，使其成为评估创面愈合药物及防护敷料效能的高保真平台。
4. 放疗联合治疗模型：放疗常与化疗、免疫治疗及物理热疗联合应用，旨在通过多种方法提升肿瘤控制率并降低单一疗法的不良反应。研究表明，PDOs在评估联合方案的协同与拮抗效应方面展现出显著优势，其对临床响应的预测准确率、敏感性及特异性均优于传统单药测试模型[32]。
放化疗联合可显著提升放疗敏感性。Millen等[20]利用HNSCC-PDOs证实顺铂能有效增强放疗敏感性，而西妥昔单抗在特定背景下却会对肿瘤产生保护作用，这一发现为规避临床潜在的拮抗治疗方案提供了实验依据。此外，PDOs在联合治疗策略验证中发挥重要作用，显著加速了基于特定分子靶点联合策略的研发进程：在CC-PDOs模型中，三联疗法可诱导更高比例的细胞凋亡，提示其具备更优的局部控制效果[56]；在三阴性乳腺癌模型中，PLK4抑制剂与辐射联合展现出协同增效作用[30, 57]；针对放疗抵抗型直肠癌，通过联合免疫调节(RRx-001)与代谢干预(GCLC抑制剂)的新型策略，为难治性患者拓宽了替代治疗路径[24]。
综上，联合治疗突破了单一通路治疗的局限性，而PDOs作为理想的临床前模型，不仅可为患者筛选不良反应更小的个性化联合治疗方案，还能为新型放疗增敏剂的研发提供关键支撑，推动联合放疗策略的优化与革新。
三、PDOs在放疗应用中的局限性尽管类器官技术发展迅速且已获得领域内专家的广泛认可，但目前其在模型构建中仍存在诸多亟待解决的难题。首先，在模型构建阶段，部分肿瘤类型的PDOs培养难度较高、成功率偏低，难以建立对应的类器官生物库，这一问题在低分化或纤维化程度较高的肿瘤中尤为突出。PDOs培养标准化体系缺失问题，导致不同实验室的培养条件、细胞活性评估方法等存在显著差异，直接影响了各研究结果的可比性与可靠性。
除此之外，PDOs在模拟肿瘤三维结构和基因异质性方面虽然具有显著优势，但目前仍普遍缺乏功能性微血管网络，这在很大程度上限制了其对放射生物学“4R”原则(放射损伤的修复、细胞周期的再分布、再氧合及细胞再生)的完整模拟。众所周知，在分次放疗过程中，再氧合是决定疗效的关键因素。由于PDOs缺乏血液循环驱动的动态氧供，其内部形成的缺氧梯度多为受物理扩散限制的静态缺氧，难以重现体内放疗后肿瘤血管退缩与再氧合过程。这可能导致PDOs模型对分次放疗敏感性产生低估或误判。此外，放射损伤修复与细胞再生高度依赖于微循环提供的营养支持。传统的基质胶培养模型无法完整模拟体内复杂的血管周围微环境及相关信号通路，这可能会对放疗抗性驱动机制的精确解析产生一定干扰。当前大多数研究对PDOs进行的放射生物学研究，往往忽略了放疗中动态再氧合的过程。未来改进方向应聚焦于构建血管化类器官，还可以结合微流控系统建立灌流培养模型，在体外更真实地模拟氧气输送动力学，还原分次放疗下的再氧合过程，从而降低对放疗敏感性评估的偏差。
最后，PDOs在免疫反应模拟方面仍存在明显局限性。当前PDOs培养普遍依赖基质胶，这类提取自小鼠肿瘤的基质成分虽能在一定程度上模拟干细胞所需的微环境，但无法完整复刻体内复杂的肿瘤微环境[2]。上述问题阻碍了类器官技术在临床疾病建模、放疗疗效预测等领域的成果转化与临床应用落地。若想要利用类器官评估免疫联合方案，研究人员可考虑用自体外周血单核细胞或肿瘤浸润淋巴细胞与PDOs按比例构建共培养体系。这种共培养的方式虽增加了培养难度，但其在评估放疗诱导的免疫反应方面具有更科学的临床参考价值。
四、展望在短短十年间，类器官技术已完成从实验室基础研究向产业转化的跨越，在临床疾病建模、治疗效果预测及药物靶点探索等领域均展现出广阔的应用前景。针对前文提及的PDOs在放疗应用中的局限性，领域内专家正通过多学科交叉合作不断开拓创新，探索优化策略以攻克技术瓶颈[58]。
为了在精准医学中充分利用其优势，可通过颁布统一的技术指南或专家共识规范培养流程与评估标准，提升研究结果之间的可比性[59-61]。血管化类器官是研究人员一直在攻克的难题，近期有研究团队报道其成功实现了在类器官形成早期血管与器官组织的同步发育[62-63]。此外，近期一项研究成功构建了一种全新的血管化肿瘤类器官系统，在体外实现了肿瘤细胞—血管—成纤维细胞—免疫细胞的功能性整合，这一系统完善了肿瘤微环境及免疫反应的模拟体系，为肿瘤免疫治疗临床前模型带来了巨大突破[64]。尽管PDOs在高通量筛选和保留亲代组织遗传异质性方面表现出优势，但其在模拟放疗诱导的免疫原性细胞死亡及全身性远隔效应时仍存在局限。相比之下，人源化免疫重建的肿瘤异种移植瘤小鼠模型能更完整地复刻复杂的免疫微环境，更深入解析放疗联合免疫治疗时的空间相互作用机制[65]。
随着技术的持续迭代，PDOs有望在药物研发、生物标志物开发和个体化治疗等领域发挥更核心的作用，为肿瘤个体化治疗带来新的突破。
利益冲突 所有作者声明无利益冲突
作者贡献声明 朱艳梅负责采集数据和撰写论文；梁珊珊协助修改论文；王若雨指导论文修改；王喆指导论文撰写与修改
| [1] |
Larionova I, Rakina M, Ivanyuk E, et al. Radiotherapy resistance: Identifying universal biomarkers for various human cancers[J]. J Cancer Res Clin Oncol, 2022, 148(5): 1015-1031. DOI:10.1007/s00432-022-03923-4 |
| [2] |
Tuveson D, Clevers H. Cancer modeling meets human organoid technology[J]. Science, 2019, 364(6444): 952-955. DOI:10.1126/science.aaw6985 |
| [3] |
Wang Z, Fang Y, Wang R, et al. Reconstructing tumor clonal heterogeneity and evolutionary relationships based on tumor DNA sequencing data[J]. Brief Bioinform, 2024, 25(6): bbae516. DOI:10.1093/bib/bbae516 |
| [4] |
Van De Wetering M, Francies HE, Francis JM, et al. Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients[J]. Cell, 2015, 161(4): 933-945. DOI:10.1016/j.cell.2015.03.053 |
| [5] |
Sato T, Vries RG, Snippert HJ, et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche[J]. Nature, 2009, 459(7244): 262-265. DOI:10.1038/nature07935 |
| [6] |
Method of the year 2017: Organoids[J]. Nat Methods, 2018, 15(1): 1-2. DOI: 10.1038/nmeth.4575.
|
| [7] |
Pasch CA, Favreau PF, Yueh AE, et al. Patient-derived cancer organoid cultures to predict sensitivity to chemotherapy and radiation[J]. Clin Cancer Res, 2019, 25(17): 5376-5387. DOI:10.1158/1078-0432.CCR-18-3590 |
| [8] |
Ganesh K, Wu C, O'Rourke KP, et al. A rectal cancer organoid platform to study individual responses to chemoradiation[J]. Nat Med, 2019, 25(10): 1607-1614. DOI:10.1038/s41591-019-0584-2 |
| [9] |
Herpers B, Eppink B, James MI, et al. Functional patient-derived organoid screenings identify MCLA-158 as a therapeutic EGFR×LGR5 bispecific antibody with efficacy in epithelial tumors[J]. Nat Cancer, 2022, 3(4): 418-436. DOI:10.1038/s43018-022-00359-0 |
| [10] |
Yang R, Yu Y. Patient-derived organoids in translational oncology and drug screening[J]. Cancer Lett, 2023, 562: 216180. DOI:10.1016/j.canlet.2023.216180 |
| [11] |
Yang L, Yang S, Li X, et al. Tumor organoids: From inception to future in cancer research[J]. Cancer Lett, 2019, 454: 120-133. DOI:10.1016/j.canlet.2019.04.005 |
| [12] |
Zuo J, Fang Y, Wang R, et al. High-throughput solutions in tumor organoids: from culture to drug screening[J]. Stem Cells, 2025, 43(1): sxae070. DOI:10.1093/stmcls/sxae070 |
| [13] |
Wang L, Yu Y, Fang Y, et al. Malignant pleural effusion facilitates the establishment and maintenance of tumor organoid biobank with multiple patient-derived lung tumor cell sources[J]. Exp Hematol Oncol, 2024, 13(1): 115. DOI:10.1186/s40164-024-00581-9 |
| [14] |
Han Z, Yao L, Fang Y, et al. Patient-derived organoid elucidates the identical clonal origin of bilateral breast cancer with diverse molecular subtypes[J]. Front Oncol, 2024, 14: 1361603. DOI:10.3389/fonc.2024.1361603 |
| [15] |
Li N, Jones CM, Rane JK, et al. Biomimetic models in radiotherapy research: an essential bridge between bench and beam[J]. Cancer Cell, 2025, 43(7): 1186-1190. DOI:10.1016/j.ccell.2025.06.001 |
| [16] |
Wu W, Li X, Yu S. Patient-derived tumour organoids: A bridge between cancer biology and personalised therapy[J]. Acta Biomater, 2022, 146: 23-36. DOI:10.1016/j.actbio.2022.04.050 |
| [17] |
Zhu WD, Wu Y, Li X, et al. A stroke organoids-multiomics platform to study injury mechanism and drug response[J]. Bioact Mater, 2025, 44: 68-81. DOI:10.1016/j.bioactmat.2024.09.038 |
| [18] |
Bonner WM, Redon CE, Dickey JS, et al. GammaH2AX and cancer[J]. Nat Rev Cancer, 2008, 8(12): 957-967. DOI:10.1038/nrc2523 |
| [19] |
Hsu KS, Adileh M, Martin ML, et al. Colorectal cancer develops inherent radiosensitivity that can be predicted using patient-derived organoids[J]. Cancer Res, 2022, 82(12): 2298-2312. DOI:10.1158/0008-5472.Can-21-4128 |
| [20] |
Millen R, De KortWWB, Koomen M, et al. Patient-derived head and neck cancer organoids allow treatment stratification and serve as a tool for biomarker validation and identification[J]. Med, 2023, 4(5): 290-310. e12. DOI:10.1016/j.medj.2023.04.003 |
| [21] |
Lucky SS, Law M, Lui MH, et al. Patient-derived nasopharyngeal cancer organoids for disease modeling and radiation dose optimization[J]. Front Oncol, 2021, 11: 622244. DOI:10.3389/fonc.2021.622244 |
| [22] |
Seol HS, Oh JH, Choi E, et al. Preclinical investigation of patient-derived cervical cancer organoids for precision medicine[J]. J Gynecol Oncol, 2023, 34(3): e35. DOI:10.3802/jgo.2023.34.e35 |
| [23] |
Huang H, Pan Y, Huang J, et al. Patient-derived organoids as personalized avatars and a potential immunotherapy model in cervical cancer[J]. iScience, 2023, 26(11): 108198. DOI:10.1016/j.isci.2023.108198 |
| [24] |
Andel D, Nouwens AJ, Klaassen S, et al. Rational design of alternative treatment options for radioresistant rectal cancer using patient-derived organoids[J]. Br J Cancer, 2025, 132(10): 973-981. DOI:10.1038/s41416-025-02989-4 |
| [25] |
Xiao Q, Riedesser JE, Mulholland T, et al. Combined MEK and PARP inhibition enhances radiation response in rectal cancer[J]. Cell Rep Med, 2025, 6(8): 102284. DOI:10.1016/j.xcrm.2025.102284 |
| [26] |
Yu M, Ni M, Xu F, et al. NSUN6-mediated 5-methylcytosine modification of NDRG1 mRNA promotes radioresistance in cervical cancer[J]. Mol Cancer, 2024, 23(1): 139. DOI:10.1186/s12943-024-02055-2 |
| [27] |
Park M, Kwon J, Youk H, et al. Valproic acid protects intestinal organoids against radiation via NOTCH signaling[J]. Cell Biol Int, 2021, 45(7): 1523-1532. DOI:10.1002/cbin.11591 |
| [28] |
Bammert MT, Ansari M, Haag L, et al. JUNB O-GlcNAcylation-mediated promoter accessibility of metabolic genes modulates distinct epithelial lineage in pulmonary fibrosis[J]. Adv Sci (Weinh), 2025, 12(5): e2406751. DOI:10.1002/advs.202406751 |
| [29] |
韩蕊, 张雯, 王润, 等. 电离辐射对不同发育阶段肺泡类器官的损伤及机制[J]. 安徽大学学报(自然科学版), 2024, 48(1): 97-108. Han R, Zhang W, Wang R, et al. Damage and mechanism of ionizing radiation to alveolar organoids at different developmental stages[J]. J Anhui Univ (Nat Sci Ed), 2024, 48(1): 97-108. DOI:10.3969/j.issn.1000-2162.2024.01.013 |
| [30] |
Parsyan A, Cruickshank J, Hodgson K, et al. Anticancer effects of radiation therapy combined with Polo-Like Kinase 4 (PLK4) inhibitor CFI-400945 in triple negative breast cancer[J]. Breast, 2021, 58: 6-9. DOI:10.1016/j.breast.2021.03.011 |
| [31] |
Wang Y, Li Y, Sheng Z, et al. Advances of patient-derived organoids in personalized radiotherapy[J]. Front Oncol, 2022, 12: 888416. DOI:10.3389/fonc.2022.888416 |
| [32] |
Xu X, Lv T, Yao Y, et al. Comprehensive dissection of rectal cancer organoids in responses to chemoradiation[J]. Cell Rep Med, 2025, 6(10): 102397. DOI:10.1016/j.xcrm.2025.102397 |
| [33] |
Yao Y, Xu X, Yang L, et al. Patient-derived organoids predict chemoradiation responses of locally advanced rectal cancer[J]. Cell Stem Cell, 2020, 26(1): 17-26. e6. DOI:10.1016/j.stem.2019.10.010 |
| [34] |
Sakshaug BC, Folkesson E, Haukaas TH, et al. Systematic review: predictive value of organoids in colorectal cancer[J]. Sci Rep, 2023, 13(1): 18124. DOI:10.1038/s41598-023-45297-8 |
| [35] |
Fisch AS, Pestana A, Sachse V, et al. Feasibility analysis of using patient-derived tumour organoids for treatment decision guidance in locally advanced head and neck squamous cell carcinoma[J]. Eur J Cancer, 2024, 213: 115100. DOI:10.1016/j.ejca.2024.115100 |
| [36] |
Issing C, Menche C, Richter MR, et al. Head and neck tumor organoid biobank for modelling individual responses to radiation therapy according to the TP53/HPV status[J]. J Exp Clin Cancer Res, 2025, 44(1): 85. DOI:10.1186/s13046-025-03345-3 |
| [37] |
Hu B, Wang R, Wu D, et al. A promising new model: Establishment of patient-derived organoid models covering HPV-related cervical pre-cancerous lesions and their cancers[J]. Adv Sci (Weinh), 2024, 11(12): e2302340. DOI:10.1002/advs.202302340 |
| [38] |
Lenin S, Ponthier E, Scheer KG, et al. A drug screening pipeline using 2D and 3D patient-derived in vitro models for pre-clinical analysis of therapy response in glioblastoma[J]. Int J Mol Sci, 2021, 22(9): 4322. DOI:10.3390/ijms22094322 |
| [39] |
Liu SJ, Malatesta M, Lien BV, et al. CRISPRi-based radiation modifier screen identifies long non-coding RNA therapeutic targets in glioma[J]. Genome Biol, 2020, 21(1): 83. DOI:10.1186/s13059-020-01995-4 |
| [40] |
Yuan Z, Liu T, Jiang P, et al. PEX5 deficiency enhances radiosensitivity via MGST1-GSH detoxifying function and promotes ferroptosis in liver cancer[J]. Sci China Life Sci, 2025, 68(10): 2908-2922. DOI:10.1007/s11427-024-2938-3 |
| [41] |
Dings MPG, Van der Zalm AP, Bootsma S, et al. Estrogen-related receptor alpha drives mitochondrial biogenesis and resistance to neoadjuvant chemoradiation in esophageal cancer[J]. Cell Rep Med, 2022, 3(11): 100802. DOI:10.1016/j.xcrm.2022.100802 |
| [42] |
Roohani S, Loskutov J, Heufelder J, et al. Photon and proton irradiation in patient-derived, three-dimensional soft tissue sarcoma models[J]. BMC Cancer, 2023, 23(1): 577. DOI:10.1186/s12885-023-11013-y |
| [43] |
Wu Y, Song Y, Wang R, et al. Molecular mechanisms of tumor resistance to radiotherapy[J]. Mol Cancer, 2023, 22(1): 96. DOI:10.1186/s12943-023-01801-2 |
| [44] |
Andel D, Viergever BJ, Peters NA, et al. Pre-existing subclones determine radioresistance in rectal cancer organoids[J]. Cell Rep, 2024, 43(2): 113735. DOI:10.1016/j.celrep.2024.113735 |
| [45] |
Mu P, Mo S, He X, et al. Unveiling radiobiological traits and therapeutic responses of BRAF(V600E)-mutant colorectal cancer via patient-derived organoids[J]. J Exp Clin Cancer Res, 2025, 44(1): 92. DOI:10.1186/s13046-025-03349-z |
| [46] |
Melia E, Fisch AS, Tinhofer I, et al. Targeting Chk1 and Wee1 kinases enhances radiosensitivity of 2D and 3D head and neck cancer models to X-rays and low/high-LET protons[J]. Cell Death Dis, 2025, 16(1): 128. DOI:10.1038/s41419-025-07435-0 |
| [47] |
Citrin DE. Recent developments in radiotherapy[J]. N Engl J Med, 2017, 377(11): 1065-1075. DOI:10.1056/NEJMra1608986 |
| [48] |
Zhao X, Cai Y, Hou Y, et al. Commensal viruses promote intestinal stem cell regeneration following radiation damage by inhibiting hyperactivation of RIG-I and Notch signals[J]. Adv Sci (Weinh), 2025, 12(37): e05204. DOI:10.1002/advs.202505204 |
| [49] |
Han SI, Lee SW, Cho MG, et al. Epitaxially strained CeO2/Mn3O4 nanocrystals as an enhanced antioxidant for radioprotection[J]. Adv Mater, 2020, 32(31): e2001566. DOI:10.1002/adma.202001566 |
| [50] |
Matsuno E, Tanaka J, Nakashima K, et al. Human iPSC-derived salivary gland cell sheets integrate with injured glands to form glandular structures[J]. Stem Cell Rep, 2025, 20(11): 102674. DOI:10.1016/j.stemcr.2025.102674 |
| [51] |
Cinat D, Van Der Wal R, Baanstra M, et al. IFN-I signaling enhances salivary gland stem and progenitor cell activity after irradiation[J]. Sci Signal, 2025, 18(913): eady0398. DOI:10.1126/scisignal.ady0398 |
| [52] |
Youk J, Kim T, Evans KV, et al. Three-dimensional human alveolar stem cell culture models reveal infection response to SARS-CoV-2[J]. Cell Stem Cell, 2020, 27(6): 905-919. e10. DOI:10.1016/j.stem.2020.10.004 |
| [53] |
Van Der Koog L, Woest ME, Gorter IC, et al. Fibroblast-derived osteoglycin promotes epithelial cell repair[J]. NPJ Regen Med, 2025, 10(1): 16. DOI:10.1038/s41536-025-00404-3 |
| [54] |
范铭, 冯梅, 袁双虎. 放射性皮炎的预防与治疗临床实践指南[J]. 中华肿瘤防治杂志, 2023, 30(6): 315-323. Fan M, Feng M, Yuan SH. Clinical practice guidelines for the prevention and treatment of radiation dermatitis[J]. Chin J Cancer Prev Treat, 2023, 30(6): 315-323. DOI:10.16073/j.cnki.cjcpt.2023.06.01 |
| [55] |
Lee J, Rabbani CC, Gao H, et al. Hair-bearing human skin generated entirely from pluripotent stem cells[J]. Nature, 2020, 582(7812): 399-404. DOI:10.1038/s41586-020-2352-3 |
| [56] |
Ijff M, Mei X, Scutigliani EM, et al. Addition of PARP1-inhibition enhances chemoradiotherapy and thermoradiotherapy when treating cervical cancer in an in vivo mouse model[J]. Int J Hyperther, 2025, 42(1): 2450514. DOI:10.1080/02656736.2025.2450514 |
| [57] |
Pellizzari S, Bhat V, Athwal H, et al. PLK4 as a potential target to enhance radiosensitivity in triple-negative breast cancer[J]. Radiat Oncol, 2024, 19(1): 24. DOI:10.1186/s13014-024-02410-z |
| [58] |
刘晓丽, 袁双虎. 肿瘤类器官: 发展、应用及挑战[J]. 中华肿瘤防治杂志, 2021, 28(23): 1768-1774. Liu XL, Yuan SH. Tumor organoids: development, application, and challenges[J]. Chin J Cancer Prev Treat, 2021, 28(23): 1768-1774. DOI:10.16073/j.cnki.cjcpt.2021.23.02 |
| [59] |
中华医学会消化病学分会医工交叉协作组. 中国经内镜消化系统常见恶性肿瘤组织取样及类器官培养专家共识(2024成都)[J]. 中华消化内镜杂志, 2024, 41(5): 337-350. Chinese Society of Gastroenterology Medical-engineering Cross Collaboration Group. Chinese expert consensus on endoscopic biopsy and organoid culture techniques for gastrointestinal cancers (2024, Chengdu)[J]. Chin J Dig Endosc, 2024, 41(5): 337-350. DOI:10.3760/cma.j.cn321463-20240329-00164 |
| [60] |
邱君君, 王丽, 丁岩. 子宫颈癌类器官规范化建立及临床转化应用探索专家共识(2024年版)[J]. 中国实用妇科与产科杂志, 2024, 40(7): 720-728. Qiu JJ, Wang L, Ding Y. Expert consensus on standardization of establishment and clinical application exploration of cervical cancer organoids(2024)[J]. Chin J Prac Gynecol Obstet, 2024, 40(7): 720-728. DOI:10.19538/j.fk2024070112 |
| [61] |
Yang R, Qi Y, Zhang X, et al. Living biobank: Standardization of organoid construction and challenges[J]. Chin Med J, 2024, 137(24): 3050-3060. DOI:10.1097/cm9.0000000000003414 |
| [62] |
Miao Y, Pek NM, Tan C, et al. Co-development of mesoderm and endoderm enables organotypic vascularization in lung and gut organoids[J]. Cell, 2025, 188(16): 4295-4313. e27. DOI:10.1016/j.cell.2025.05.041 |
| [63] |
Abilez OJ, Yang H, Guan Y, et al. Gastruloids enable modeling of the earliest stages of human cardiac and hepatic vascularization[J]. Science, 2025, 388(6751): eadu9375. DOI:10.1126/science.adu9375 |
| [64] |
Wimmer R, Krese R, Henniger L, et al. Vascularized tumor organoids enable immunotherapy testing in tumor-remodeled stroma[J]. bioRxiv, 2026, 2026. DOI:10.64898/2026.01.23.701300 |
| [65] |
Chiorazzi M, Martinek J, Krasnick B, et al. Autologous humanized PDX modeling for immuno-oncology recapitulates features of the human tumor microenvironment[J]. J Immunother Cancer, 2023, 11: e006921. DOI:10.1136/jitc-2023-006921 |