2026, Vol. 46
2. 绵阳市中心医院神经内科, 绵阳 621000
2. Department of Neurology, Mianyang Central Hospital, Mianyang 621000, China
据报道，全世界每年大约有65万头颈部肿瘤患者需要接受放射治疗，其中约有30%的患者会出现放射性脑损伤[1]。近年来，FLASH放疗(FLASH-RT)备受关注，旨在利用超高剂量率进行照射，提高肿瘤控制概率(tumor control probability, TCP)/正常组织并发症概率(normal tissue complication probability, NTCP)比值，从而扩大肿瘤患者的治疗窗[2]。本文通过检索国内外FLASH-RT相关文献，综合分析FLASH-RT与常规放疗(CONV-RT)在放射性脑损伤的生物学效应及机制，为后期FLASH-RT的临床转化提供理论参考。
一、FLASH-RT的发展历程及特点1. FLASH-RT的发现及发展：FLASH-RT是指以超高剂量率(UHDR, ＞40 Gy/s)进行的放射治疗方式，关于超高剂量率的研究最早可追溯到1958年，Kirby-Smith和Dolphin[3]对紫露草孢子使用超高剂量率(4 × 106 Gy/s)照射后，发现染色体的畸变较常规放射组减少。1959年的一项研究表明，在高剂量率辐射条件下，富氧环境中的细菌会表现出对射线的敏感性下降，从而产生辐射抗性，最终导致其存活率显著提升[4]。随后，Town[5]和Berry等[6]通过缩短照射时间提高剂量率进行的哺乳动物细胞实验同样证明，提高放射剂量率会使细胞的生存曲线出现“拐点”的形状，其研究指出超高放射剂量率照射使细胞内的氧气耗竭，进而产生辐射抵抗作用。至此，关于超高剂量率的研究拉开帷幕。2014年，Favaudon等[7]进行的一项体内实验证明，与常规剂量率(≤ 0.03 Gy/s)照射相比，超高剂量率(> 40 Gy/s)照射在维持对肺部肿瘤抑制作用的同时，引起的小鼠肺部纤维化更少，Favaudon将这种现象定义为FLASH效应。此实验将FLASH-RT研究推向新的高潮，随后FLASH-RT开始进入了快速发展的阶段。
2. FLASH-RT的特点：FLASH-RT通过直线加速器的能量输出而开发，改变脉冲频率及单位脉冲流强，在照射时间＜500 ms，总剂量≥10 Gy下[8]，通过高频UHDR模式，完成总剂量输运，可产生至少40 Gy/s的射束，即形成FLASH-RT[9]。目前，根据辐射源的不同可以分为电子FLASH、质子FLASH、光子FLASH(X-FLASH)、重离子FLASH等。电子FLASH是运用最早、最广泛的辐射类型，多项实验已经证实其有效性及安全性，但由于其穿透性较弱，故临床运用于深部肿瘤时仍具有局限性[10]。相较于电子FLASH，光子FLASH穿透性较强，更适合于人类深部肿瘤的运用，故光子FLASH有望增加X射线的肿瘤治疗谱[11]。但是由于技术限制，如缺乏超大功率的加速器、以及能耐受巨大瞬时功率的特殊转化靶等难题[12]，使得光子FLASH的相关实验研究十分有限。中国工程物理研究院的超导电子加速器目前已具备产生光子FLASH的能力，并且通过照射荷瘤小鼠、健康小鼠证实了FLASH的生物学效应[13-14]，这将为后续的光子FLASH研究提供设备基础。质子FLASH比电子FLASH运用较晚，由于具有布拉格峰特性，可以把剂量集中在肿瘤区域，同时减少深部和出射方向的正常组织受照，故在优化正常组织剂量分布方面具有潜在优势[15]，也是未来研究的一大方向。重离子FLASH发展较晚，目前鲜有相关实验文献报道。虽然FLASH放疗可能革新放疗方式，但其应用具有许多局限性，如技术的普及、物理参数的确定、统一的临床适应症等[16]，故需更多研究推动其临床转化。
二、FLASH-RT生物学效应的可能机制目前，关于FLASH-RT引起正常组织较低损伤的机制尚未完全明确，现有研究多认为其可能涉及氧耗竭、自由基代谢、DNA损伤修复、免疫调控以及细胞代谢和线粒体功能改变等多个方面[17]。其中，氧耗竭假说认为超高剂量率照射可在极短时间内快速消耗氧气，从而减少氧增强效应[18]；自由基相关假说则强调FLASH-RT可能改变瞬时自由基生成及清除过程，进而影响氧化损伤水平[19]。此外，FLASH-RT还可能通过影响DNA损伤聚集与修复[20-21]、炎症反应调节[22]及细胞代谢状态[23]，共同参与正常组织反应的改变。总体而言，FLASH效应更可能是多因素共同作用的结果，而非单一机制所致，并且其在脑组织中的具体作用基制仍有待进一步研究。
三、FLASH-RT与CONV-RT对脑损伤的生物学效应对比CONV-RT是头颈部恶性肿瘤的主要治疗手段之一，然而其不良反应难以预防。目前临床前研究证实FLASH-RT可在维持与CONV-RT相当抗肿瘤效应的同时表现出较CONV-RT更低的正常组织辐射损伤[24-25]；然而，其在脑组织的长期不良反应特征及作用机制仍有待进一步明确。因此需要对比FLASH-RT与CONV-RT在脑组织中的生物学效应为临床应用提供理论参考。
1. 对海马神经发生影响的比较：海马体是学习和记忆的关键脑区[26]，海马结构正常是保证其生理功能正常运行的必要条件，其成熟的神经发生与大脑的学习、记忆功能密切相关[27]。海马神经发生主要集中在齿状回(DG)的颗粒下区(SGZ)和脑室下区(SVZ)，目前认为海马受辐照后会抑制对应脑区祖细胞的分化及增殖[28]，从而损伤海马结构及生理功能。相关研究观察到，与CONV-RT相比，FLASH-RT对海马神经发生的抑制程度较低，并表现出认知功能的相对保留。如在总剂量8 Gy下，与CONV-RT(0.1 Gy/s)相比，FLASH-RT(4.4 × 106 Gy/s)组幼鼠海马中新生的未成熟神经元(DCX+)数量更多，齿状回中成熟神经元百分比更高，认知和记忆功能更好，提示FLASH-RT条件下海马神经元受损程度较低[29]。在此项研究中，还发现FLASH-RT照射组中幼鼠的垂体分泌功能也因FLASH效应而受益，证明与CONV-RT后引起的永久生长激素分泌受抑制[30]相比，FLASH-RT可通过保留生长激素的分泌促进神经系统的发育。在另一项研究中，单次剂量20 Gy下，与假照射组相比，全脑照射后前两周CONV-RT(0.1 Gy/s)与FLASH-RT(225 Gy/s)两组小鼠海马组织中DCX+细胞数量均减少。第3周后，CONV-RT组DCX+细胞恢复停滞，而FLASH-RT组DCX+细胞水平显著回升，提示两种照射方式在早期对神经发生造成抑制，但FLASH-RT在未成熟神经元的恢复方面更具优势[31]。
2. 对神经血管单位完整性及血脑屏障影响的比较：神经血管单位(neurovascular unit, NVU)由内皮细胞、周细胞、神经元、小胶质细胞等组成，可以调节脑血流量和维持血脑屏障完整性[32]。放射性脑损伤会引起微血管内皮损伤、神经血管单位破坏[33]，引起大脑调节脑血流量的功能失衡，大脑灌注不足将会引起认知功能的下降[34]。可见放射性脑损伤引起的严重智能减退与血管结构的完整性有着密不可分的关系。因此，对比FLASH-RT与常规放疗对脑血管损伤的影响，有助于理解FLASH-RT在脑组织中损伤程度相对较低的潜在机制。Allen等[35]分别比较了两种放疗方式在小鼠放射后急性期与慢性期的血管损伤情况，分别使用CONV-RT(0.09 Gy/s)和FLASH-RT(平均剂量率2 500 Gy/s)照射正常小鼠脑组织，结果发现，FLASH-RT不会诱导血管源性水肿或产生一氧化氮合酶，也不会使血脑屏障中的紧密连接蛋白(CLDN5和OCLN)发生变性，但此实验中尚未进行认知相关实验，缺乏放射后血管损伤与认知损害的直接因果关系。随后，相继有实验也证实了FLASH-RT条件下脑组织血管损伤程度较低，NVU和血脑屏障完整性保留较好，且认知功能呈相对保留趋势，并提出其可能与FLASH-RT条件下水通道蛋白4(AQP4)维持在正常水平相关[36]。因为AQP4是脑组织中的一个重要蛋白质，不仅支持和调节血脑屏障，而且还与突触可塑性、学习和记忆有关[37]。此外，一项重离子FLASH放射实验也同样观察到类似现象，分别使用常规剂量率(0.2 Gy/s)和UHDR(141 Gy/s)照射6周大的雄性大鼠，发现常规放疗组中内皮细胞表达的CD31+比FLASH-RT组降低[38]，说明常规组血管内皮细胞受破坏更严重。总之，与常规照射相比，FLASH-RT对NVU及血脑屏障的损伤更小，这与其脑组织损伤较轻，认知功能相对保留的表现一致，但是背后的机制亟待更多的实验来探索。
3. 对突触微结构及可塑性影响的比较：神经元之间的互连性是中枢神经系统功能的基础，依赖于树突棘的生长、突触发生以及树突结构的同步修剪和重塑。神经元之间递质传递依赖于突触后膜树突棘的形成，这些特殊结构在突触回路中起整合作用，同时介导化学和结构突触可塑性，其数量的变化与认知呈正相关[39]。已知常规放疗可降低树突棘的密度及复杂性，损害大脑多种成熟神经元亚型的形态[40]。故有研究通过比较两种照射方式对神经元微结构的影响，发现FLASH-RT条件下脑组织的损伤程度更低。突触素是定位于突触前膜的一种生物标记物，可用于突触可塑性[35]和突触结构完整性的评估[41]。研究显示，CONV-RT(0.09 Gy/s)引起小鼠海马体中的突触素减少，而FLASH-RT(5.6×106 Gy/s)却相对保留了突触素密度[36, 42]。另一项研究证明FLASH-RT照射后突触后密度蛋白95(PSD-95)水平下降程度亦低于CONV-RT [43]。这是FLASH-RT在突触微结构层面较低辐射损伤的部分体现。除通过分子生物学手段监测与突触微结构相关的蛋白以外，运用哺乳动物突触可塑性模型亦可探讨FLASH-RT的效应机制。长时程增强(LTP)是评估突触可塑性和认知功能的重要电生理指标[44]。研究表明，FLASH-RT照射后的小鼠LTP功能无明显下降，而CONV-RT却抑制了海马LTP[36, 42, 45]，提示FLASH-RT条件下神经传递功能受损程度较低。尽管现有研究初步证实了FLASH-RT对突触可塑性及微结构的不利影响相对较小，但其作用机制仍不明确，尚需进一步深入研究以阐明其背后的生物学基础。
4. 对神经炎症反应影响对比：炎症是神经系统响应辐射损伤的病理过程，包括小胶质细胞和星形胶质细胞的激活、炎症细胞因子的释放以及补体信号通路的参与，这些反应与辐射及认知障碍密切相关[46]。多项研究通过比较FLASH-RT与常规照射对神经炎症的影响，揭示FLASH-RT条件下炎症激活程度可能低于常规照射。例如同等剂量下，小胶质细胞活化标志物(CD68+、Iba1+、iNOS+)在FLASH-RT照射后少于常规照射组[29, 36, 38, 42]，且反应性星形胶质细胞增生指标(GFAP+)变化与小胶质细胞一致[43, 47]，提示FLASH-RT条件下神经炎症反应程度较低。此外，尽管FLASH-RT与常规照射均可激活上游补体级联(C1q、C3等)反应[42, 47]，但FLASH-RT未进一步诱导星形胶质细胞的反应性增生，表明其调控炎症的机制可能与常规照射存在差异[47]。分子层面研究发现，与常规照射相比，FLASH-RT条件下促炎因子水平较低，与脉管相关的CD68+小胶质细胞聚集减少，同时血脑屏障结构改变相对较轻[36]。这些现象提示，两种照射方式在神经炎症反应方面可能存在差异。最后，神经炎症还与氧化应激相关。有研究表明，FLASH-RT条件下活性氧(ROS)相关指标水平较低，并伴随神经认知功能相对保留及突触微结构改变较轻[43]。例如，单次10 Gy常规照射(0.07~0.1 Gy/s)引发了持续的炎症和认知缺陷，而FLASH-RT(>100 Gy/s)则无显著炎症反应及行为学异常[43]。然而，现有证据尚不足以明确炎症反应、氧化应激和神经功能变化之间的直接因果关系，其具体机制仍需进一步研究。
四、总结与展望FLASH-RT因其超高剂量率的独特优势，在低辐射损伤方面展现出一定应用前景。现有研究揭示，与CONV-RT相比，FLASH-RT在神经发生抑制、神经血管单位损伤、突触功能改变以及免疫调节等方面表现出不同的生物学效应，但是其背后具体的生物学机制尚未阐明。未来研究仍应聚焦于FLASH-RT对脑组织损伤相关过程、神经功能变化及认知结局的影响，进一步明确其在脑肿瘤治疗中的应用价值，推动其临床转化。尽管存在诸多问题亟待解决，但FLASH-RT在头颈部肿瘤治疗中已显示出应用前景，有望推动放疗模式的革新。
利益冲突 无
作者贡献声明 王远旭负责文献检索及论文撰写；唐宇凤负责论文选题及指导论文修改
| [1] |
Lin X, Tang L, Li M, et al. Irradiation-related longitudinal white matter atrophy underlies cognitive impairment in patients with nasopharyngeal carcinoma[J]. Brain Imaging Behav, 2021, 15(5): 2426-2435. DOI:10.1007/s11682-020-00441-0 |
| [2] |
Baumann M, Petersen C. TCP and NTCP: A basic introduction[J]. Rays, 2005, 30(2): 99-104. |
| [3] |
Kirby-Smith JS, Dolphin GW. Chromosome breakage at high radiation dose-rates[J]. Nature, 1958, 182(4630): 270-271. DOI:10.1038/182270a0 |
| [4] |
Dewey DL, Boag JW. Modification of the oxygen effect when bacteria are given large pulses of radiation[J]. Nature, 1959, 183(4673): 1450-1451. DOI:10.1038/1831450a0 |
| [5] |
Town CD. Radiobiology.Effect of high dose rates on survival of mammalian cells[J]. Nature, 1967, 215(5103): 847-848. DOI:10.1038/215847a0 |
| [6] |
Berry RJ, Hall EJ, Forster DW, et al. Survival of mammalian cells exposed to X rays at ultra-high dose-rates[J]. Br J Radiol, 1969, 42(494): 102-107. DOI:10.1259/0007-1285-42-494-102 |
| [7] |
Favaudon V, Caplier L, Monceau V, et al. Ultrahigh dose-rate FLASH irradiation increases the differential response between normal and tumor tissue in mice[J]. Sci Transl Med, 2014, 6(245): 245ra93. DOI:10.1126/scitranslmed.3008973 |
| [8] |
Rothwell BC, Kirkby NF, Merchant MJ, et al. Determining the parameter space for effective oxygen depletion for FLASH radiation therapy[J]. Phys Med Biol, 2021, 66(5): 055020. DOI:10.1088/1361-6560/abe2ea |
| [9] |
Jaccard M, Durán MT, Petersson K, et al. High dose-per-pulse electron beam dosimetry: Commissioning of the Oriatron eRT6 prototype linear accelerator for preclinical use[J]. Med Phys, 2018, 45(2): 863-874. DOI:10.1002/mp.12713 |
| [10] |
周婉仪, 胡安康, 邱睿, 等. Flash效应机制研究进展[J]. 中华放射医学与防护杂志, 2023, 43(2): 143-148. Zhou WY, Hu AK, Qiu R. Research progress of the mechanism of Flash effect[J]. Chin J Radiol Med Prot, 2023, 43(2): 143-148. DOI:10.3760/cma.j.cn112271-20220831-00355 |
| [11] |
Sarti A, De Maria P, Battistoni G, et al. Deep seated tumour treatments with electrons of high energy delivered at FLASH rates: The example of prostate cancer[J]. Front Oncol, 2021, 11: 777852. DOI:10.3389/fonc.2021.777852 |
| [12] |
Bourhis J, Montay-Gruel P, Gonçalves Jorge P, et al. Clinical translation of FLASH radiotherapy: Why and how?[J]. Radiother Oncol, 2019, 139: 11-17. DOI:10.1016/j.radonc.2019.04.008 |
| [13] |
Gao F, Yang Y, Zhu H, et al. First demonstration of the FLASH effect with ultrahigh dose rate high-energy X-rays[J]. Radiother Oncol, 2022, 166: 44-50. DOI:10.1016/j.radonc.2021.11.004 |
| [14] |
Zhu H, Xie D, Yang Y, et al. Radioprotective effect of X-ray abdominal FLASH irradiation: Adaptation to oxidative damage and inflammatory response may be benefiting factors[J]. Med Phys, 2022, 49(7): 4812-4822. DOI:10.1002/mp.15680 |
| [15] |
Diffenderfer ES, Sørensen BS, Mazal A, et al. The current status of preclinical proton FLASH radiation and future directions[J]. Med Phys, 2022, 49(3): 2039-2054. DOI:10.1002/mp.15276 |
| [16] |
Lü J, Luo Y, Wang C, et al. Research status and prospect of tumor therapy by usinglaser-accelerated proton beams[J]. Chin Sci Bull, 2023, 68(9): 1112-1124. DOI:10.1360/TB-2022-1042 |
| [17] |
Ma Y, Zhang W, Zhao Z, et al. Current views on mechanisms of the FLASH effect in cancer radiotherapy[J]. Natl Sci Rev, 2024, 11(10): nwae350. DOI:10.1093/nsr/nwae350 |
| [18] |
Grilj V, Leavitt RJ, El Khatib M, et al. In vivo measurements of change in tissue oxygen level during irradiation reveal novel dose rate dependence[J]. Radiother Oncol, 2024, 201: 110539. DOI:10.1016/j.radonc.2024.110539 |
| [19] |
Rosini G, Ciarrocchi E, D'Orsi B. Mechanisms of the FLASH effect: Current insights and advances[J]. Front Cell Dev Biol, 2025, 13: 1575678. DOI:10.3389/fcell.2025.1575678 |
| [20] |
Cooper CR, Jones D, Jones GD, et al. FLASH irradiation induces lower levels of DNA damage ex vivo, an effect modulated by oxygen tension, dose, and dose rate[J]. Br J Radiol, 2022, 95(1133): 20211150. DOI:10.1259/bjr.20211150 |
| [21] |
Hageman E, Che PP, Dahele M, et al. Radiobiological aspects of FLASH radiotherapy[J]. Biomolecules, 2022, 12(10): 1376. DOI:10.3390/biom12101376 |
| [22] |
Ma Y, Zhang W, Zhao Z, et al. Current views on mechanisms of the FLASH effect in cancer radiotherapy[J]. Natl Sci Rev, 2024, 11(10): nwae350. DOI:10.1093/nsr/nwae350 |
| [23] |
Bondy SC. FLASH radiotherapy versus conventional cancer therapy: Promises, paradoxes and problems[J]. Int J Transl Med, 2024, 4(3): 559-569. DOI:10.3390/ijtm4030038 |
| [24] |
Montay-Gruel P, Acharya MM, Gonçalves Jorge P, et al. Hypofractionated FLASH-RT as an effective treatment against glioblastoma that reduces neurocognitive side effects in mice[J]. Clin Cancer Res, 2021, 27(3): 775-784. DOI:10.1158/1078-0432.CCR-20-0894 |
| [25] |
McGarrigle JM, Long KR, Prezado Y. The FLASH effect-an evaluation of preclinical studies of ultra-high dose rate radiotherapy[J]. Front Oncol, 2024, 14: 1340190. DOI:10.3389/fonc.2024.1340190 |
| [26] |
Wang X, Meng ZX, Chen YZ, et al. Enriched environment enhances histone acetylation of NMDA receptor in the hippocampus and improves cognitive dysfunction in aged mice[J]. Neural Regen Res, 2020, 15(12): 2327-2334. DOI:10.4103/1673-5374.285005 |
| [27] |
Kim TA, Syty MD, Wu K, et al. Adult hippocampal neurogenesis and its impairment in Alzheimer's disease[J]. Zool Res, 2022, 43(3): 481-496. DOI:10.24272/j.issn.2095-8137.2021.479 |
| [28] |
Bálentová S, Adamkov M. Pathological changes in the central nervous system following exposure to ionizing radiation[J]. Physiol Res, 2020, 69(3): 389-404. DOI:10.33549/physiolres.934309 |
| [29] |
Alaghband Y, Cheeks SN, Allen BD, et al. Neuroprotection of radiosensitive juvenile mice by ultra-high dose rate FLASH irradiation[J]. Cancers (Basel), 2020, 12(6): 1671. DOI:10.3390/cancers12061671 |
| [30] |
Xu Y, Sun Y, Zhou K, et al. Cranial irradiation alters neuroinflammation and neural proliferation in the pituitary gland and induces late-onset hormone deficiency[J]. J Cell Mol Med, 2020, 24(24): 14571-14582. DOI:10.1111/jcmm.16086 |
| [31] |
Drayson O, Melemenidis S, Katila N, et al. A multi-institutional study to investigate the sparing effect after whole brain electron FLASH in mice: Reproducibility and temporal evolution of functional, electrophysiological, and neurogenic endpoints[J]. Radiother Oncol, 2024, 201: 110534. DOI:10.1016/j.radonc.2024.110534 |
| [32] |
Zlokovic BV. Neurovascular pathways to neurodegeneration in Alzheimer's disease and other disorders[J]. Nat Rev Neurosci, 2011, 12(12): 723-738. DOI:10.1038/nrn3114 |
| [33] |
Kłos J, van Laar PJ, Sinnige PF, et al. Quantifying effects of radiotherapy-induced microvascular injury; review of established and emerging brain MRI techniques[J]. Radiother Oncol, 2019, 140: 41-53. DOI:10.1016/j.radonc.2019.05.020 |
| [34] |
Makale MT, McDonald CR, Hattangadi-Gluth JA, et al. Mechanisms of radiotherapy-associated cognitive disability in patients with brain tumours[J]. Nat Rev Neurol, 2017, 13(1): 52-64. DOI:10.1038/nrneurol.2016.185 |
| [35] |
Allen BD, Acharya MM, Montay-Gruel P, et al. Maintenance of tight junction integrity in the absence of vascular dilation in the brain of mice exposed to ultra-high-dose-rate FLASH irradiation[J]. Radiat Res, 2020, 194(6): 625-635. DOI:10.1667/RADE-20-00060.1 |
| [36] |
Allen BD, Alaghband Y, Kramár EA, et al. Elucidating the neurological mechanism of the FLASH effect in juvenile mice exposed to hypofractionated radiotherapy[J]. Neuro Oncol, 2023, 25(5): 927-939. DOI:10.1093/neuonc/noac248 |
| [37] |
Szu JI, Binder DK. The role of astrocytic aquaporin-4 in synaptic plasticity and learning and memory[J]. Front Integr Neurosci, 2016, 10: 8. DOI:10.3389/fnint.2016.00008 |
| [38] |
Dokic I, Moustafa M, Tessonnier T, et al. Ultrahigh dose rate helium ion beams: Minimizing brain tissue damage while preserving tumor control[J]. Mol Cancer Ther, 2025, 24(5): 763-771. DOI:10.1158/1535-7163.MCT-24-0536 |
| [39] |
Omelchenko A, Menon H, Donofrio SG, et al. Interaction between CRIPT and PSD-95 is required for proper dendritic arborization in hippocampal neurons[J]. Mol Neurobiol, 2020, 57(5): 2479-2493. DOI:10.1007/s12035-020-01895-5 |
| [40] |
Parihar VK, Pasha J, Tran KK, et al. Persistent changes in neuronal structure and synaptic plasticity caused by proton irradiation[J]. Brain Struct Funct, 2015, 220(2): 1161-1171. DOI:10.1007/s00429-014-0709-9 |
| [41] |
Parihar VK, Limoli CL. Cranial irradiation compromises neuronal architecture in the hippocampus[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2013, 110(31): 12822-12827. DOI:10.1073/pnas.1307301110 |
| [42] |
Alaghband Y, Allen BD, Kramár EA, et al. Uncovering the protective neurologic mechanisms of hypofractionated FLASH radiotherapy[J]. Cancer Res Commun, 2023, 3(4): 725-737. DOI:10.1158/2767-9764.CRC-23-0117 |
| [43] |
Montay-Gruel P, Acharya MM, Petersson K, et al. Long-term neurocognitive benefits of FLASH radiotherapy driven by reduced reactive oxygen species[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2019, 116(22): 10943-10951. DOI:10.1073/pnas.1901777116 |
| [44] |
Good MA, Bannerman DM. Hippocampal synaptic plasticity: Integrating memory and anxiety impairments in the early stages of Alzheimer's disease[J]. Curr Top Behav Neurosci, 2025, 69: 27-48. DOI:10.1007/7854_2024_565 |
| [45] |
Limoli CL, Kramár EA, Almeida A, et al. The sparing effect of FLASH-RT on synaptic plasticity is maintained in mice with standard fractionation[J]. Radiother Oncol, 2023, 186: 109767. DOI:10.1016/j.radonc.2023.109767 |
| [46] |
Shamsesfandabadi P, Patel A, Liang Y, et al. Radiation-induced cognitive decline: Challenges and solutions[J]. Cancer Manag Res, 2024, 16: 1043-1052. DOI:10.2147/CMAR.S441360 |
| [47] |
Montay-Gruel P, Markarian M, Allen BD, et al. Ultra-high-dose-rate FLASH irradiation limits reactive gliosis in the brain[J]. Radiat Res, 2020, 194(6): 636-645. DOI:10.1667/RADE-20-00067.1 |