中华放射医学与防护杂志  2025, Vol. 45 Issue (9): 911-919   PDF    
天然植物产物在放射性肠损伤中的防治潜力
黎思苑1 , 谢黎伟2 , 田野2     
1. 张家港市第一人民医院肿瘤科,张家港 215600;
2. 苏州大学附属第二医院放疗科,苏州 215004
[摘要] 放射性肠损伤(RⅢ)常见于腹盆腔恶性肿瘤患者放疗后出现的肠道不良反应,不仅影响患者生活质量,还限制了放疗的临床疗效,但目前临床上针对RⅢ的防治方法尚未取得突破。天然植物产物普遍具有作用温和且不良反应小的优势,为防治RⅢ提供了大量潜在活性成分,包括多酚类、生物碱类、多糖类、皂苷类等。其作用机制包括抑制氧化应激、抑制细胞凋亡、调节炎症因子表达、保护肠隐窝干细胞、调节肠道菌群等。本综述探讨这些具有防治RⅢ效应的天然植物产物及其作用机制,为未来基于天然植物产物的药物研发提供理论依据。
[关键词] 天然产物    放射性肠损伤    放射治疗    
Potential of natural plant products in prevention and treatment of radiation-induced intestinal injury
Li Siyuan1 , Xie Liwei2 , Tian Ye2     
1. Department of Oncology, Zhangjiagang First People′s Hospital, Zhangjiagang 215600, China;
2. Department of Radiotherapy, Second Affiliated Hospital of Soochow University, Suzhou 215004, China
[Abstract] Radiation-induced intestinal injury (RⅢ), a common intestinal adverse reaction to radiotherapy in patients with abdominal and pelvic malignant tumors, affects the quality of life of patients and limits the clinical efficacy of radiotherapy. However, there is no breakthrough in the prevention and treatment of RⅢ in clinical practice. Natural plant products generally have the advantages of mild effects and few adverse reactions, providing abundant potential active ingredients for the prevention and treatment of RⅢ, including polyphenols, alkaloids, polysaccharides, and saponins. The underlying mechanism includes inhibiting oxidative stress, inhibiting cell apoptosis, regulating the expression of inflammatory factors, protecting intestinal crypt stem cells, and regulating intestinal flora. The review summarized these natural plant products against RⅢ and explored its mechanisms of action, in order to provide a theoretical basis for future drug development based on natural plant products.
[Key words] Natural product    Radiation-induced intestinal injury    Radiotherapy    

放射治疗是临床上治疗盆腔、腹腔、腹膜后等腹盆腔恶性肿瘤的重要手段之一。电离辐射(ionizing radiation, IR)在杀伤肿瘤细胞的同时,不可避免会损伤邻近正常组织或器官。肠道组织是辐射敏感器官之一[1],超过50%的患者在接受放疗后会出现不同程度的放射性肠损伤(radiation-induced intestinal injury,RⅢ)[2]。根据临床表现和病理改变,RⅢ分为急性期和慢性期,急性期通常发生在放疗后2~3周内,主要病理表现为肠上皮细胞凋亡、黏膜屏障急性损伤及炎症反应;慢性期通常发生在放疗后3个月以上,以进行性肠壁纤维化、血管硬化和组织缺血为特征[3-4]。目前临床缺乏特效防治药物,而天然化合物因具有抗氧化、抗炎及修复肠道屏障等多重功效,成为研究热点。本文结合最新研究证据,综述天然植物产物在RⅢ中的防治潜力及作用机制。

一、放射性肠损伤的病理机制

RⅢ的发病机制复杂,至今仍未完全明确。IR通过直接或间接作用造成DNA损伤[5-6],激活p53、Bcl-2家族和Caspase家族等信号通路,引发细胞凋亡[7-8]。同时,IR与细胞内的水分子反应生成大量活性氧(ROS),诱发氧化应激[9],进一步加剧脂质过氧化和DNA损伤,并激活NLRP3炎症小体通路,导致细胞焦亡[10]。此外,IR通过PI3K/AKT/mTOR信号通路抑制自噬介导的肠上皮干细胞Lgr5+的修复能力,破坏肠道屏障功能[11]。肠道屏障的破坏表现为紧密连接蛋白(如Claudins、Occludin)表达异常,增加肠上皮通透性,使细菌和毒素易位触发全身性炎症[12-13]。IR还引发急性和慢性炎症反应,通过Toll样受体识别损伤相关分子模式(DAMPs),激活核因子κB(nuclear factor kappa-B,NF-κB)通路,促进白介素1β(IL-1β)、IL-6、肿瘤坏死因子α(tumor necrosis factor-α,TNF-α)等促炎因子的释放[14],招募中性粒细胞浸润[15],加剧组织损伤。与此同时,IR还能改变肠道微生态平衡,表现为有益菌(如乳酸杆菌、双歧杆菌)减少和致病菌(如梭菌)增加[16],这种菌群失调不仅加重黏膜炎症,还通过影响短链脂肪酸等代谢产物进一步损害肠道屏障功能。在免疫调控层面,IR导致调节性T细胞(Tregs)功能异常和免疫抑制因子(TGF-β、IL-10)减少[17],同时激活cGAS/STING通路[18],造成免疫稳态失衡。

图 1 天然植物产物多环节调控放射性肠损伤 Figure 1 Natural plant products in the multilevel regulation of radiation-induced intestinal injury

上述机制通过分子互作、信号级联及微环境重塑形成动态网络,其多层次交互作用增加病理复杂性及治疗挑战(图 1)。越来越多的证据表明,天然植物产物包括多酚类、生物碱类、多糖类、萜类等被发现对RⅢ具有明确的防护效果[19-20]

二、天然植物产物的防治作用及机制

天然植物产物是植物在长期进化过程中产生的一类具有生物活性的有机化合物,具有类药性、结构多样性和生物靶向性等特点。本节将重点探讨近5年来具有临床前研究支持的天然植物产物在RⅢ防治中的作用机制。

1. 多酚类

(1) 黄酮类:槲皮素可通过激活Nrf2/ARE信号通路减轻辐射损伤。Zhu等[21]在10 Gy腹部照射小鼠模型中发现,槲皮素预处理能够提高小鼠30 d存活率,降低肠组织中ROS水平,减少DNA双链断裂标志物γ-H2AX表达,同时抑制肠上皮细胞凋亡相关蛋白Caspase-3的激活,上调Lgr5+肠道干细胞活性,促进隐窝-绒毛结构的再生修复。机制分析显示,槲皮素通过促进Nrf2核转位及其下游抗氧化基因HO1和NQO1的转录激活,实现对氧化应激的调控作用。芦丁则通过维持线粒体膜电位及三磷酸腺苷(ATP)生成,调节Bax/Bcl-2凋亡通路,使7.5 Gy全身照射模小鼠存活率达100%,并抑制肠组织纤维化[22]。芹菜素则通过抗氧化与抗炎双重机制发挥保护作用:一方面激活Nrf2/HO-1通路降低脂质过氧化物丙二醛(MDA) 水平、提高超氧化物歧化酶(SOD) 活性;另一方面抑制NF-κB介导的炎症反应,减少Bax/Caspase-3表达,以减轻肠上皮细胞凋亡[23-24]

染料木素从传统中药槐角中提取,可通过上调DNA修复基因Rassf1a和Ercc1的表达,改善7.5 Gy全身照射小鼠的肠黏膜DNA损伤修复能力,提升肠道对木糖的吸收功能,促进隐窝结构重建[25]。柚皮素则靶向TRPV6离子通道,抑制辐射诱导的细胞内钙超载及ROS生成,在13 Gy全腹照射模型中有效减轻肠绒毛上皮细胞凋亡,下调促炎因子IL-6和TNF-α的表达,进而改善肠道机械屏障功能[26]。黄芩素通过抑制p53介导的线粒体凋亡通路,减少Bax蛋白激活及Caspase-3剪切,同时上调紧密连接蛋白Claudin-1、Occludin和ZO-1的表达,修复辐射导致的肠黏膜通透性增加,其作用还涉及肠道菌群组成的调节,从而缓解慢性炎症反应[27]。同样,木犀草素作为墨旱莲提取物的主要活性成分,可直接结合p53蛋白,下调促凋亡蛋白Bax及Cleaved-Caspase-3,上调抗凋亡蛋白Bcl-2,减少DNA氧化损伤,同时促进肠干细胞Lgr5、Axin2表达,改善7.2 Gy全身照射小鼠的肠上皮细胞存活与再生[28]

淫羊藿苷Ⅱ作为淫羊藿的主要活性成分,可激活PINK1/Parkin介导的线粒体自噬通路,清除辐射损伤的线粒体,恢复线粒体膜电位及ATP生成,减少ROS积累,从而减轻20 Gy照射诱导的肠上皮细胞凋亡,改善肠黏膜超微结构[29]。芒柄花素通过抑制Keap1蛋白表达,促进Nrf2核转位,增强抗氧化基因转录,同时上调Claudin-1等屏障蛋白,促进肠黏膜血管生成相关蛋白CD31的表达,在结肠癌放疗模型中有效保护肠道吸收功能,减轻辐射诱导的黏膜损伤[30]

(2) 非黄酮类:表没食子儿茶素没食子酸酯(epigallocatechin gallate,EGCG)是绿茶中含量最丰富的多酚类化合物,占儿茶素总量的50%~80%。它具有强大的抗氧化、抗炎、抗肿瘤和抗辐射等多种生物活性。Xie等[31]研究发现,EGCG在体内外均能激活肠上皮细胞Nrf2信号通路,促进抗氧化蛋白Slc7A11、HO-1和GPX4表达,抑制辐射诱导的DNA双链断裂及氧化损伤,同时减少凋亡及铁死亡,从而维持Lgr5+肠干细胞及Ki67+增殖细胞数量。在9 Gy全身照射小鼠模型中,EGCG干预组小鼠存活时间较对照组延长,肠黏膜隐窝-绒毛结构破坏减轻。此外,Cai等[32]发现EGCG可逆转辐射导致的肠道菌群失调,提升厚壁菌门与拟杆菌门比例,富集乳酸菌和拟杆菌等有益菌属,通过改善肠道微环境促进肠上皮修复。

白藜芦醇是一种来源于大花藜芦的多酚类化合物,可通过激活SIRT1发挥抗凋亡、促自噬及抗炎效应。Qin等[11, 33]在大鼠小肠隐窝上皮细胞IEC-6模型中证实,白藜芦醇可抑制p53乙酰化及Bax表达,促进FOXO3a核转位,提升SOD2、过氧化氢酶(CAT)等抗氧化酶活性,减少辐射诱导的细胞凋亡。在动物实验中,该化合物通过抑制PI3K/AKT/mTOR通路诱导自噬,增加LC3-Ⅱ/Beclin-1蛋白表达,清除受损细胞器,同时抑制NLRP3炎症小体组装,减少IL-1β、IL-18等促炎因子释放,减轻肠黏膜炎症细胞浸润[11, 34]。白藜芦醇还可以通过SIRT1介导的NF-κB去乙酰化,抑制炎症信号传导,降低辐射小鼠肠组织TNF-α水平,改善隐窝结构损伤[34]

阿魏酸是一种天然存在的酚酸化合物,常见于植物细胞壁中。阿魏酸的在RⅢ中的保护机制涉及抗氧化与抗炎双重通路。Zhang等[35]研究显示,阿魏酸可上调DJ-1蛋白表达,促进Nrf2核转位,提升肠组织SOD活性,降低MDA水平,减轻脂质过氧化损伤;同时激活SIRT1抑制NF-κB磷酸化,阻断NLRP3炎症小体激活,减少Caspase-1介导的IL-1β、IL-18生成,从而抑制辐射诱导的肠道炎症反应。在11 Gy局部辐射小鼠模型中,阿魏酸干预组肠黏膜水肿及隐窝破坏程度减轻,证实其对氧化损伤与炎症反应的协同抑制作用。

2. 生物碱类:小檗碱是从黄连中提取的异喹啉类生物碱,在调节肠干细胞功能方面表现出明确的保护效应。Tu等[36]通过C57BL/6小鼠全腹照射模型发现,腹腔注射小檗碱可改善肠道组织形态,增加小肠长度、绒毛高度及隐窝密度,促进隐窝上皮细胞增殖,同时提升OLFM4+肠干细胞及杯状细胞数量。机制上,小檗碱可激活mTORC1、STAT3及ERK1/2信号通路,通过上调p-S6、p-STAT3及p-ERK1/2蛋白表达,维持肠干细胞功能稳定,同时抑制辐射诱导的隐窝细胞凋亡,从而减轻肠道损伤。体外肠类器官培养实验进一步证实,经小檗碱处理的小鼠隐窝细胞形成肠类器官的能力增强,提示其对肠干细胞功能的直接促进作用。

血根碱作为罂粟科植物来源的苯并菲啶生物碱,主要通过抑制炎症反应及调节肠道菌群减轻放射性肠损伤。Gu等[37]在10 Gy全腹照射小鼠模型中观察到,血根碱预处理可减轻肠黏膜结构损伤,减少隐窝细胞凋亡,促进增殖细胞及杯状细胞修复。机制分析表明,血根碱能够抑制辐射诱导的HMGB1/TLR4/MyD88/NF-κB炎症通路激活,降低血清中IL-6、TNF-α等促炎细胞因子水平。同时,该化合物可调节肠道菌群组成,增加短链脂肪酸含量,恢复厚壁菌门与变形菌门的平衡。体外实验中,血根碱预处理IEC-6肠上皮细胞可提高辐射后细胞存活率,减少Caspase-3/8介导的凋亡,显示其对肠上皮细胞的直接保护效应。

胡椒碱是黑胡椒中的主要生物碱成分,其防护作用与抗氧化应激密切相关。Safarbalou等[38]在6 Gy全身照射BALB/c小鼠模型中发现,灌胃给予低剂量胡椒碱(10 mg · kg-1 · d-1)可有效降低结肠组织中丙二醛(MDA)及蛋白质羰基水平,减轻黏膜下血管充血及炎症细胞浸润,改善杯状细胞损伤。然而,高剂量(50 mg/kg)胡椒碱反而可能加剧炎症细胞浸润,提示其保护效应具有明显的剂量依赖性,临床应用需严格控制剂量以避免潜在促炎风险。

3. 多糖类:黄芪多糖作为黄芪的主要活性成分,可通过调控HIF-1信号通路促进肠干细胞再生。Ding等[39]研究显示,在9.5 Gy全身辐射小鼠模型中,黄芪多糖灌胃预处理可提高肠隐窝细胞存活率,增加Lgr5+、OLFM4+肠干细胞标志物表达,同时上调紧密连接蛋白ZO-1和Occludin,修复肠道黏膜屏障。机制上,黄芪多糖激活HIF-1α转录因子,促进下游靶基因AKT1表达,抑制MODE-K细胞凋亡并增强肠类器官形成能力。

刺五加多糖是从药用植物刺五加中提取的一种活性多糖。研究表明,刺五加多糖在辐射损伤防护方面具有免疫调节和抗氧化作用。通过以线虫为模型的实验发现,刺五加多糖能通过激活肠道中的p38 MAPK-SKN-1/ATF-7信号通路,提升辐射损伤后线虫的病原体抵抗能力,同时调节氧化应激反应,降低ROS水平,从而缓解辐射引起的免疫抑制和细胞损伤[40]

肠道菌群调节是银耳多糖与魔芋葡甘聚糖的主要作用途径。Ding等[41]发现银耳多糖通过富集拟杆菌和布劳特氏菌等益生菌,促进短链脂肪酸生成,修复紧密连接蛋白ZO-1/Occludin,改善12 Gy辐射所致的肠道通透性增加与隐窝损伤。Liu等[42]证实魔芋葡甘聚糖作为益生元可促进有益菌增殖,提升丁酸含量,通过短链脂肪酸介导的肠上皮细胞保护,减少辐射诱导的凋亡,在全身及腹部辐射模型中均显示存活率提升与造血-肠道双系统保护效应。体外实验显示,魔芋葡甘聚糖及短链脂肪酸可直接抑制HIEC-6细胞凋亡,证实其通过菌群-代谢产物轴发挥作用。

Zhang等[43]在12 Gy腹部辐射大鼠模型中发现,唐古特大黄多糖可抑制肠上皮细胞凋亡,增加隐窝Ki67+增殖细胞数量,同时降低炎症因子TNF-α、IL-6水平。机制研究显示,唐古特大黄多糖激活核因子Nrf2,促进其核转位并上调下游HO-1表达,增强SOD活性,减少MDA生成,从而减轻氧化应激损伤。体外实验证实,唐古特大黄多糖对IEC-6细胞的保护作用可被Nrf2抑制剂阻断,明确其依赖Nrf2/HO-1信号通路。

4. 萜类

(1) 人参皂苷Rg1和Rg3:作为人参的主要活性成分,在减轻放射性肠损伤方面展现出不同的作用机制。Rg1通过增强骨髓间充质干细胞的旁分泌功能,上调HO-1表达,促进血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor,VEGF)和IL-6的分泌,从而改善肠黏膜修复、抑制细胞凋亡并促进Lgr5+细胞再生。此外,Rg1还能抑制NF-κB炎症通路,减轻辐射诱导的隐窝损伤和黏膜屏障破坏。Rg3主要通过调控TLR4/MyD88/NF-κB信号通路,减少促炎因子(IL-1β、TNF-α)释放,同时上调抗炎因子IL-10,从而缓解肠道炎症反应。Rg3还能调节肠道菌群平衡,增加瘤胃球菌和乳杆菌等有益菌丰度,减少大肠杆菌和拟普雷沃菌等潜在致病菌,进一步改善肠道微环境。组织病理学分析表明,Rg1和Rg3均能减轻辐射诱导的肠黏膜损伤,促进隐窝结构修复,提示其在放射性肠炎治疗中的潜在应用价值[44-45]

(2) 白术内酯Ⅱ:作为白术的活性成分,通过激活MAPKp38/Nrf2信号通路,上调HO-1和NQO-1的表达,抑制辐射诱导的ROS积累和DNA损伤。研究表明,白术内酯Ⅱ预处理可减少γ-H2AX焦点形成和降低彗星实验中的DNA迁移率,这种保护效应的发挥与Nrf2通路的激活密切相关[46]。动物实验发现,白术内酯Ⅱ可缓解局部40 Gy辐射引起的皮肤溃疡和8 Gy腹部照射导致的肠道绒毛结构破坏。

(3) 紫苏醛:作为紫苏属植物的挥发性成分,可通过Nrf2信号通路调控铁死亡相关分子,在13 Gy全腹照射小鼠模型中,表现出延长生存期、维持肠道屏障功能。其作用机制包括:抑制脂质过氧化标志物PTGS2表达,上调GPX4及Slc7A11,同时促进Lgr5+细胞增殖和紧密连接蛋白Claudin-3、E-cadherin的表达恢复。值得注意的是,Nrf2抑制剂ML385可完全逆转紫苏醛的辐射保护效应[47]

(4) 甘草酸:作为甘草的主要成分,通过抑制HMGB1/TLR4通路,减轻6.5 Gy腹部辐射诱导的肠道炎症反应[48]。实验表明,该化合物可降低血清TNF-α、IL-6和IL-1β水平,改善辐射引起的绒毛高度降低和隐窝结构破坏,并通过D-木糖吸收实验证实其对肠道吸收功能的保护作用。机制上,甘草酸抑制HMGB1从肠上皮细胞顶端释放,并下调TLR4蛋白表达。

5. 其他

(1) 维生素E类化合物:基于非人灵长类动物模型的辐射损伤研究,维生素E类化合物γ-生育三烯酚(GT3)被证实具有调节肠道辐射损伤的潜在作用。研究表明,在12 Gy全身照射前24 h实施GT3预处理,可通过双重机制改善肠黏膜损伤:一方面降低照射后肠上皮细胞凋亡水平,另一方面增强隐窝区域细胞增殖活性[49]。组织形态学分析显示,GT3干预组在照射后第7天呈现隐窝结构深度的增加,其对隐窝干细胞的存活及再生过程可能产生积极影响。

(2) VND3207:作为香兰素的衍生物,在放射性肠道损伤模型中通过DNA损伤修复通路发挥作用。体外实验表明,VND3207预处理能够促进细胞增殖,抑制细胞凋亡,提高细胞的克隆形成能力[50]。在体内实验中,VND3207预处理可促进DNA-PKcs自磷酸化,增强DNA双链断裂修复效率,减少γ-H2AX病灶积累。同时,该化合物通过稳定有丝分裂纺锤体形成,降低肠道隐窝细胞的有丝分裂灾难发生率。DNA-PKcs缺陷型HCT116细胞及NOD-SCID小鼠模型中,VND3207的辐射保护效应完全消失,证实其作用机制高度依赖DNA-PKcs通路。

(3) 秦皮苷:来源于中药秦皮的香豆素类化合物秦皮苷,在13 Gy全腹部照射小鼠模型中展现出多靶点保护特性。研究显示,该化合物通过激活IL-22信号通路,促进Lgr5+肠道干细胞增殖并维持隐窝-绒毛结构完整性,同时增加Ki67+上皮祖细胞数量加速黏膜再生。机制研究表明,秦皮苷通过抑制辐射诱导的ROS累积,降低肠道组织MDA含量,并调节促炎因子TNF-α、IL-6与抗炎因子IL-4、IL-10的动态平衡。体外实验中,秦皮苷预处理可减轻人肠道上皮细胞HIEC-6的辐射损伤,而IL-22中和抗体可部分逆转其保护作用[51]

(4) 红景天苷:从红景天提取的苯丙素类化合物红景天苷,在14 Gy全腹部照射大鼠模型中表现出肠道屏障保护功能。红景天苷通过降低血浆D-乳酸水平及恢复血清D-木糖吸收能力,改善辐射引起的肠道通透性增加和吸收功能障碍。组织学分析表明,红景天苷可修复肠绒毛萎缩并减少隐窝结构破坏。在分子层面,红景天苷通过抑制中性粒细胞浸润及髓过氧化物酶活性,下调TNF-α和IL-1β表达,同时上调IL-10水平并促进CD4+Foxp3+调节性T细胞扩增。此外,红景天苷通过提高SOD、CAT及GPx等抗氧化酶活性,重建肠道氧化还原稳态[52]

天然植物产物在RⅢ中的作用机制见表 1

表 1 天然植物产物在放射性肠损伤中的作用机制 Table 1 The mechanism of action of natural plant products in radiation-induced intestinal injury

三、基于天然植物产物进行放射性肠损伤治疗的临床实践

天然化合物凭借其多靶点保护机制,已从临床前研究逐步进入临床试验阶段,部分化合物展现出明确的安全性和初步疗效。

1. 局部黏膜保护剂:Sahebnasagh等[53]开展的前瞻性随机双盲对照试验纳入42例盆腔癌放疗患者。结果表明,放疗期间直肠内给予3%芦荟胶软膏(1 g,2次/d,持续6周)可有效减轻腹泻、直肠出血及里急后重等症状,同时改善患者生活质量,并降低血清C反应蛋白水平,提示其可能通过抗炎机制减轻肠道黏膜损伤。

2. 系统调节药物:Lu等[54]在小鼠模型及37例盆腔癌患者中发现,预防性口服EGCG(400 mg/d)可降低急性放射RⅢ严重程度,24.3%患者出现2级及以上损伤,显著低于历史对照的65%,且无3级以上不良反应发生。机制研究表明,EGCG通过调节肠道菌群多样性,富集与半乳糖代谢相关的菌群代谢物D-塔格糖,通过激活AMPK信号通路发挥辐射防护作用。

3. 症状控制药物:Li等[55]对78例接受腹部或盆腔放疗患者的随机对照研究显示,口服小檗碱(300 mg,3次/d)可减少疲劳、厌食/恶心及结肠炎的发生率,腹部放疗亚组中干预组仅有11.1%患者出现1级疲劳及结肠炎,而对照组疲劳及结肠炎的发生率分别为66.7%及44.4%。此外,在8例已出现RⅢ症状的患者中,小檗碱干预后临床症状获得明显缓解。

4. 抗纤维化药物:Andreyev等[56]的Ⅱ期临床试验纳入62例盆腔癌放疗后长期胃肠症状患者,干预组口服γ-生育三烯酚制剂(200 mg/d)联合己酮可可碱(400 mg,3次/d)治疗1年,虽未观察到症状改善,但血清促纤维化因子(EGF、PDGF、FGF)水平降低,提示其潜在的抗纤维化效应。然而,41%患者血清未检测到γ-生育三烯酚,可能与药物代谢个体差异相关,需进一步验证。

许多植物活性成分由于存在水溶性差、胃肠道稳定性低、生物利用度不理想等问题限制了临床应用[57]。Shen等[58]设计了菊粉-硫酮-姜黄素共轭胶束(CTI),通过硫酮键将姜黄素与菊粉共价连接,构建ROS响应性纳米载体。他们的研究发现,相较于游离姜黄素,CTI的水溶解度能提升5 384倍,并且在生理环境下展现出更高的稳定性。体外实验表明,CTI可有效清除辐射产生的ROS,抑制肠上皮细胞凋亡及DNA双链断裂。体内实验表明,CTI可减轻12 Gy全腹辐射诱导的小鼠肠道绒毛损伤,改善氧化应激指标,并通过维持肠道菌群多样性促进肠黏膜修复。Huang等[59]开发的二硒键基纳米颗粒(PEG-Cur-SeSe-PCL)创新性地整合WR-1065与姜黄素的协同作用机制,利用二硒键对ROS的特异性响应特性实现药物控释。这种系统对WR-1065的载药量达到30.9%,且在模拟胃液中6 h降解率仅20%。动物实验表明,其可将8 Gy致死剂量辐射小鼠的生存率提升至50%,机制上通过减少小肠上皮细胞DNA双链断裂及抑制凋亡蛋白Caspase-3、Caspase-9表达下调发挥保护作用。Sun等[60]制备的槲皮素超分子纳米带(SNRs)以槲皮素为唯一构建单元,通过氢键和π-π堆叠形成纳米带结构,负载率接近100%。该纳米带具有负电荷表面,可通过静电作用靶向黏附于炎症肠道上皮,在模拟胃肠液中保持稳定且抗氧化活性无明显下降。在放射性肠炎和硫酸葡聚糖(dextran sulfate,DSS)诱导的结肠炎模型中,槲皮素SNRs均表现出优异的保护效果,可抑制辐射诱导的肠细胞ROS积累,促进肠黏膜修复,且无明显系统不良反应。基于纳米技术的天然化合物递送系统通过改善溶解度、增强靶向性及响应性释放,提升了化合物在RⅢ中的治疗潜力。

四、小结与展望

天然植物活性成分在RⅢ防治中具有独特的级联调控优势:上游通过激活Nrf2抗氧化防御系统和SIRT1去乙酰化酶等核心调控因子,构建基础性细胞保护屏障;中游精准调节Lgr5+肠干细胞增殖分化,抑制Caspase-3介导的凋亡通路;下游修复紧密连接蛋白(ZO-1/Occludin)表达和调节IL-6/IL-10免疫平衡以改善肠道微环境。这种多层次的协同作用使其防护效果优于单一靶点药物,如EGCG不仅通过直接抗氧化作用清除自由基,还能通过调控肠道菌群实现持续保护效应,槲皮素则兼具抗氧化与激活肠干细胞再生潜能双重特性。当前植物活性成分的临床应用仍面临生物利用度低下及临床研究证据不足等问题。纳米技术为植物活性成分的临床应用开辟了新途径。通过构建纳米载体系统,可有效改善植物活性成分的水溶性、胃肠道稳定性及生物利用度,进而提升其治疗效能。我国在植物源天然产物研究领域积淀深厚,依托特色药用资源与先进纳米技术深度融合,有望构建具有明确构效关系的新型纳米药物递送系统。随着作用机制解析与临床转化研究的持续推进,开发兼具高效性与安全性的天然活性成分纳米制剂,将为RⅢ的防治策略提供重要技术支撑。

利益冲突  无

作者贡献声明  黎思苑负责查阅文献和论文撰写;谢黎伟负责论文修改;田野负责提出研究思路

参考文献
[1]
Kai Y. Intestinal villus structure contributes to even shedding of epithelial cells[J]. Biophys J, 2021, 120(4): 699-710. DOI:10.1016/j.bpj.2021.01.003
[2]
Hauer-Jensen M, Denham JW, Andreyev HJ. Radiation enteropathy--pathogenesis, treatment and prevention[J]. Nat Rev Gastroenterol Hepatol, 2014, 11(8): 470-479. DOI:10.1038/nrgastro.2014.46
[3]
Loge L, Florescu C, Alves A, et al. Radiation enteritis: diagnostic and therapeutic issues[J]. J Visc Surg, 2020, 157(6): 475-485. DOI:10.1016/j.jviscsurg.2020.08.012
[4]
Dahiya DS, Kichloo A, Tuma F, et al. Radiation proctitis and management strategies[J]. Clin Endosc, 2022, 55(1): 22-32. DOI:10.5946/ce.2020.288
[5]
Kavanagh JN, Redmond KM, Schettino G, et al. DNA double strand break repair: a radiation perspective[J]. Antioxid Redox Signal, 2013, 18(18): 2458-2472. DOI:10.1089/ars.2012.5151
[6]
Zhao L, Bao C, Shang Y, et al. The determinant of DNA repair pathway choices in ionising radiation-induced DNA double-strand breaks[J]. Biomed Res Int, 2020, 2020: 4834965. DOI:10.1155/2020/4834965
[7]
Yang S, Huang J, Liu P, et al. Apoptosis-inducing factor (AIF) nuclear translocation mediated caspase-independent mechanism involves in X-ray-induced MCF-7 cell death[J]. Int J Radiat Biol, 2017, 93(3): 270-278. DOI:10.1080/09553002.2016.1254833
[8]
Nie Q, Huan X, Kang J, et al. MG149 inhibits MOF-mediated p53 acetylation to attenuate X-ray radiation-induced apoptosis in H9c2 cells[J]. Radiat Res, 2022, 198(6): 590-598. DOI:10.1667/RADE-22-00049.1
[9]
Goldstein M, Kastan MB. The DNA damage response: implications for tumor responses to radiation and chemotherapy[J]. Annu Rev Med, 2015, 66: 129-143. DOI:10.1146/annurev-med-081313-121208
[10]
Kiang JG, Cannon G, Olson MG, et al. Female mice are more resistant to the mixed-field (67% neutron + 33% gamma) radiation-induced injury in bone marrow and small intestine than male mice due to sustained increases in G-CSF and the Bcl-2/Bax ratio and lower miR-34a and MAPK activation[J]. Radiat Res, 2022, 198(2): 120-133. DOI:10.1667/RADE-21-00201.1
[11]
Qin H, Zhang H, Zhang X, et al. Resveratrol attenuates radiation enteritis through the SIRT1/FOXO3a and PI3K/AKT signaling pathways[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2021, 554: 199-205. DOI:10.1016/j.bbrc.2021.03.122
[12]
Garg S, Zheng J, Wang J, et al. Segmental differences in radiation-induced alterations of tight junction-related proteins in non-human primate jejunum, ileum and colon[J]. Radiat Res, 2016, 185(1): 50-59. DOI:10.1667/RR14157.1
[13]
Shim S, Jang HS, Myung HW, et al. Rebamipide ameliorates radiation-induced intestinal injury in a mouse model[J]. Toxicol Appl Pharmacol, 2017, 329: 40-47. DOI:10.1016/j.taap.2017.05.012
[14]
Yahyapour R, Motevaseli E, Rezaeyan A, et al. Reduction-oxidation (redox) system in radiation-induced normal tissue injury: molecular mechanisms and implications in radiation therapeutics[J]. Clin Transl Oncol, 2018, 20(8): 975-988. DOI:10.1007/s12094-017-1828-6
[15]
Hu J, Ji Q, Chen F, et al. CXCR2 is essential for radiation-induced intestinal injury by initiating neutrophil infiltration[J]. J Immunol Res, 2022, 2022: 7966089. DOI:10.1155/2022/7966089
[16]
Zhang Y, Dong Y, Lu P, et al. Gut metabolite urolithin A mitigates ionizing radiation-induced intestinal damage[J]. J Cell Mol Med, 2021, 25(21): 10306-10312. DOI:10.1111/jcmm.16951
[17]
Gong X, Yu G, Song Z, et al. Patients with radiation enteritis present regulatory T cell impairment associated with CTLA-4[J]. Immunol Res, 2020, 68(4): 179-188. DOI:10.1007/s12026-020-09142-8
[18]
Storozynsky Q, Hitt MM. The impact of radiation-induced DNA damage on cGAS-STING-mediated immune responses to cancer[J]. Int J Mol Sci, 2020, 21(22): 8877. DOI:10.3390/ijms21228877
[19]
Pathak R, Shah SK, Hauer-Jensen M. Therapeutic potential of natural plant products and their metabolites in preventing radiation enteropathy resulting from abdominal or pelvic irradiation[J]. Int J Radiat Biol, 2019, 95(4): 493-505. DOI:10.1080/09553002.2018.1552374
[20]
Lledó I, Ibáñez B, Melero A, et al. Vitamins and radioprotective effect: a review[J]. Antioxidants (Basel), 2023, 12(3): 611. DOI:10.3390/antiox12030611
[21]
Zhu X, Li Y, Yue L, et al. Quercetin mitigates radiation-induced intestinal injury and promotes intestinal regeneration via Nrf2-mediated antioxidant pathway1[J]. Radiat Res, 2023, 199(3): 252-262. DOI:10.16667/RADE-22-00090.1
[22]
Dutta A, Dahiya A. Quercetin 3-O rutinoside prevents gastrointestinal injury through regulation of apoptosis in 7.5 Gy total body irradiated mice[J]. Phytomedicine, 2023, 112: 154692. DOI:10.1016/j.phymed.2023.154692
[23]
Liu D, Peng R, Chen Z, et al. The protective effects of apigenin against radiation-induced intestinal injury[J]. Dose Response, 2022, 20(3): 15593258221113791. DOI:10.1177/15593258221113791
[24]
Begum N, Rajendra Prasad N, Kanimozhi G, et al. Apigenin prevents gamma radiation-induced gastrointestinal damages by modulating inflammatory and apoptotic signalling mediators[J]. Nat Prod Res, 2022, 36(6): 1631-1635. DOI:10.1080/14786419.2021.1893316
[25]
Zhang J, Pang Z, Zhang Y, et al. Genistein from fructus sophorae protects mice from radiation-induced intestinal injury[J]. Front Pharmacol, 2021, 12: 655652. DOI:10.3389/fphar.2021.655652
[26]
Ling Z, Wang Z, Chen L, et al. Naringenin alleviates radiation-induced intestinal injury by inhibiting TRPV6 in mice[J]. Mol Nutr Food Res, 2024, 68(8): e2300745. DOI:10.1002/mnfr.202300745
[27]
Wang M, Dong Y, Wu J, et al. Baicalein ameliorates ionizing radiation-induced injuries by rebalancing gut microbiota and inhibiting apoptosis[J]. Life Sci, 2020, 261: 118463. DOI:10.1016/j.lfs.2020.118463
[28]
Wu J, Gou W, Wang Z, et al. Discovery of the radio-protecting effect of Ecliptae Herba, its constituents and targeting p53-mediated apoptosis in vitro and in vivo[J]. Acta Pharm Sin B, 2023, 13(3): 1216-1230. DOI:10.1016/j.apsb.2022.09.003
[29]
He S, Yan C, Wang Z, et al. Icariside Ⅱ relieves radiation enteritis by regulating PINK/Parkin-mediated mitophagy[J]. Int Immunopharmacol, 2025, 146: 113861. DOI:10.1016/j.intimp.2024.113861
[30]
Tang R, Zhang L, Lou J, et al. Formononetin prevents intestinal injury caused by radiotherapy in colorectal cancer mice via the Keap1-Nrf2 signaling pathway[J]. Biochem Biophys Res Commun, 2025, 761: 151676. DOI:10.1016/j.bbrc.2025.151676
[31]
Xie LW, Cai S, Zhao TS, et al. Green tea derivative (-)-epigallocatechin-3-gallate (EGCG) confers protection against ionizing radiation-induced intestinal epithelial cell death both in vitro and in vivo[J]. Free Radic Biol Med, 2020, 161: 175-186. DOI:10.1016/j.freeradbiomed.2020.10.012
[32]
Cai S, Xie LW, Xu JY, et al. (-)-Epigallocatechin-3-gallate (EGCG) modulates the composition of the gut microbiota to protect against radiation-induced intestinal injury in mice[J]. Front Oncol, 2022, 12: 848107. DOI:10.3389/fonc.2022.848107
[33]
Qin H, Zhang H, Zhang X, et al. Resveratrol protects intestinal epithelial cells against radiation-induced damage by promoting autophagy and inhibiting apoptosis through SIRT1 activation[J]. J Radiat Res, 2021, 62(4): 574-581. DOI:10.1093/jrr/rrab035
[34]
Sun H, Cai H, Fu Y, et al. The protection effect of resveratrol against radiation-induced inflammatory bowel disease via NLRP-3 inflammasome repression in mice[J]. Dose Response, 2020, 18(2): 1559325820931292. DOI:10.1177/1559325820931292
[35]
Zhang X, Zhang H, Huang M, et al. Ferulic acid interferes with radioactive intestinal injury through the DJ-1-Nrf2 and Sirt1-NF-κB-NLRP3 pathways[J]. Molecules, 2024, 29(21): 5072. DOI:10.3390/molecules29215072
[36]
Tu S, Huang Y, Tian H, et al. Berberine enhances the function of intestinal stem cells in healthy and radiation-injured mice[J]. Int Immunopharmacol, 2024, 136: 112278. DOI:10.1016/j.intimp.2024.112278
[37]
Gu J, Zhao L, Chen YZ, et al. Preventive effect of sanguinarine on intestinal injury in mice exposed to whole abdominal irradiation[J]. Biomed Pharmacother, 2022, 146: 112496. DOI:10.1016/j.biopha.2021.112496
[38]
Safarbalou A, Ebrahimi F, Amiri FT, et al. Radioprotective effect of piperine, as a major component of black pepper, against radiation-induced colon injury: biochemical and histological studies[J]. Curr Radiopharm, 2024, 17(1): 38-45. DOI:10.2174/1874471016666230725112319
[39]
Ding Q, Zu X, Chen W, et al. Astragalus polysaccharide promotes the regeneration of intestinal stem cells through HIF-1 signalling pathway[J]. J Cell Mol Med, 2024, 28(3): e18058. DOI:10.1111/jcmm.18058
[40]
Liu M, Li N, Shan S, et al. Acanthopanax senticosus polysaccharide enhances the pathogen resistance of radiation-damaged caenorhabditis elegans through intestinal p38 MAPK-SKN-1/ATF-7 pathway and stress response[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(9): 5034. DOI:10.3390/ijms23095034
[41]
Ding J, Gou W, Ma M, et al. Investigation of the fingerprint-activity relationship of Tremella fuciformis polysaccharides and its mitigating effect on radiation-induced intestinal injury[J]. Int J Biol Macromol, 2025, 304(Pt 1): 140849. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2025.140849
[42]
Liu D, Zhuang B, Wei M, et al. Oral konjac glucomannan for prevention of ionizing radiation-induced injury by regulating gut microbiota and increasing short chain fatty acids[J]. Int J Biol Macromol, 2023, 240: 124402. DOI:10.1016/j.ijbiomac.2023.124402
[43]
Zhang T, Shi L, Li Y, et al. Polysaccharides extracted from Rheum tanguticum ameliorate radiation-induced enteritis via activation of Nrf2/HO-1[J]. J Radiat Res, 2021, 62(1): 46-57. DOI:10.1093/jrr/rraa093
[44]
Luo Y, Wang B, Liu J, et al. Ginsenoside RG1 enhances the paracrine effects of bone marrow-derived mesenchymal stem cells on radiation induced intestinal injury[J]. Aging (Albany NY), 2020, 13(1): 1132-1152. DOI:10.18632/aging.202241
[45]
Duan X, Cai H, Hu T, et al. Ginsenoside Rg3 treats acute radiation proctitis through the TLR4/MyD88/NF-κB pathway and regulation of intestinal flora[J]. Front Cell Infect Microbiol, 2022, 12: 1028576. DOI:10.3389/fcimb.2022.1028576
[46]
Xiao C, Xu C, He N, et al. Atractylenolide Ⅱ prevents radiation damage via MAPKp38/Nrf2 signaling pathway[J]. Biochem Pharmacol, 2020, 177: 114007. DOI:10.1016/j.bcp.2020.114007
[47]
Tang LF, Ma X, Xie LW, et al. Perillaldehyde mitigates ionizing radiation-induced intestinal injury by inhibiting ferroptosis via the Nrf2 signaling pathway[J]. Mol Nutr Food Res, 2023, 67(19): e2300232. DOI:10.1002/mnfr.202300232
[48]
Zhang XM, Hu X, Ou JY, et al. Glycyrrhizin ameliorates radiation enteritis in mice accompanied by the regulation of the HMGB1/TLR4 pathway[J]. Evid Based Complement Alternat Med, 2020, 2020: 8653783. DOI:10.1155/2020/8653783
[49]
Garg S, Garg TK, Wise SY, et al. Effects of gamma-tocotrienol on intestinal injury in a GI-specific acute radiation syndrome model in nonhuman primate[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(9): 4643. DOI:10.3390/ijms23094643
[50]
Li M, Lang Y, Gu MM, et al. Vanillin derivative VND3207 activates DNA-PKcs conferring protection against radiation-induced intestinal epithelial cells injury in vitro and in vivo[J]. Toxicol Appl Pharmacol, 2020, 387: 114855. DOI:10.1016/j.taap.2019.114855
[51]
Tang FL, Xie LW, Tang LF, et al. Fraxin (7-hydroxy-6-methoxycoumarin 8-glucoside) confers protection against ionizing radiation-induced intestinal epithelial injury in vitro and in vivo[J]. Int Immunopharmacol, 2024, 129: 111637. DOI:10.1016/j.intimp.2024.111637
[52]
Zhou W, Chen K, Lu Q, et al. The protective effect of rosavin from rhodiola rosea on radiation-induced intestinal injury[J]. Chem Biodivers, 2020, 17(12): e2000652. DOI:10.1002/cbdv.202000652
[53]
Sahebnasagh A, Ghasemi A, Akbari J, et al. Prevention of acute radiation-induced proctitis by Aloe vera: a prospective randomized, double-blind, placebo controlled clinical trial in pelvic cancer patients[J]. BMC Complement Med Ther, 2020, 20(1): 146. DOI:10.1186/s12906-020-02935-2
[54]
Lu H, Xie L, Guo L, et al. EGCG protects intestines of mice and pelvic cancer patients against radiation injury via the gut microbiota/D-tagatose/AMPK axis[J]. Radiother Oncol, 2025, 202: 110608. DOI:10.1016/j.radonc.2024.110608
[55]
Li GH, Wang DL, Hu YD, et al. Berberine inhibits acute radiation intestinal syndrome in human with abdomen radiotherapy[J]. Med Oncol, 2010, 27(3): 919-925. DOI:10.1007/s12032-009-9307-8
[56]
Andreyev H, Matthews J, Adams C, et al. Randomised single centre double-blind placebo controlled phase Ⅱ trial of Tocovid SupraBio in combination with pentoxifylline in patients suffering long-term gastrointestinal adverse effects of radiotherapy for pelvic cancer: The PPALM study[J]. Radiother Oncol, 2022, 168: 130-137. DOI:10.1016/j.radonc.2022.01.024
[57]
Guo X, Luo W, Wu L, et al. Natural products from herbal medicine self-assemble into advanced bioactive materials[J]. Adv Sci (Weinh), 2024, 11(35): e2403388. DOI:10.1002/advs.202403388
[58]
Shen J, Jiao W, Yuan B, et al. Oral curcumin-thioketal-inulin conjugate micelles against radiation-induced enteritis[J]. Antioxidants (Basel), 2024, 13(4): 417. DOI:10.3390/antiox13040417
[59]
Huang Y, Li J, Wang S, et al. Diselenide-based nanoparticles enhancing the radioprotection to the small intestine of mice[J]. J Nanobiotechnology, 2025, 23(1): 236. DOI:10.1186/s12951-025-03276-3
[60]
Sun W, Chen Y, Wang L, et al. Gram-scale preparation of quercetin supramolecular nanoribbons for intestinal inflammatory diseases by oral administration[J]. Biomaterials, 2023, 295: 122039. DOI:10.1016/j.biomaterials.2023.122039