2025, Vol. 45
2. 常州市第二人民医院放疗科, 常州 213000;
3. 常州市第二人民医院检验科, 常州 213000
2. Department of Radiotherapy, Changzhou No.2 People′s Hospital, Changzhou 213000, China;
3. Department of Laboratory, Changzhou No.2 People′s Hospital, Changzhou 213000, China
胰腺导管腺癌(pancreatic ductal adenocarcinoma, PDAC)是消化道预后最差的肿瘤，5年生存率低于10%，预计到2030年将成为全球癌症相关死亡的第二大原因[1]。尽管手术切除改善了PDAC患者的预后，但只有约20%的患者处于适合切除的肿瘤阶段[2]。鉴于大多数PDAC诊断时已区域转移和/或远处转移，找到合适的治疗方法对于改善不良预后是必要的[3]。肿瘤的靶向放射性核素治疗(targeted radionuclide therapy，TRT) 可将放射性药物靶向输送到临床诊断的肿瘤部位和转移的肿瘤细胞，从而使晚期和转移性疾病患者受益[2]。胰腺癌治疗的临床试验已经证明了TRT的安全性和潜在疗效，但其治疗效果仍需进一步提高[4]。
糖酵解增强是许多癌症的代谢特征[5]。研究表明，糖酵解可以促进PDAC细胞的增殖能力、对化疗药物和放疗的抗性，因此它可能是一个潜在的治疗靶点[6]。莫罗尼鼠白血病病毒前病毒整合基因(proviral integration of moloney murineleukemia virus，PIM)是编码丝/苏氨酸激酶的一类原癌基因，通过调节细胞周期、细胞增殖、凋亡和转录来促进细胞存活[7]。PIM家族由PIM1、PIM2和PIM3 3个成员组成，其中PIM2已被证明是一种促生存因子，其介导的糖酵解增强在肿瘤治疗耐药中发挥重要作用[8-9]。此外，已证实PIM2在原发性胰腺肿瘤组织中上调，并可作为预后标记物[10]。然而，目前关于PIM2是否参与介导TRT的耐药机制尚不清楚。因此，本研究旨在分析131I-NaI TRT是否影响胰腺癌细胞中PIM2介导的糖酵解变化，以及PIM2抑制剂是否有助于提高TRT的治疗效果。
材料与方法1.材料和试剂：131I-NaI和18F-氟代脱氧葡萄糖(18F-FDG)由上海原子科兴药业有限公司提供。DMEM、磷酸盐缓冲液(PBS)、胎牛血清(FBS)、100 U/ml青霉素和100 μg/ml链霉素购自美国GIBCO公司。PIM2抑制剂HJ-PI01购自美国MCE公司。放射免疫沉淀测定缓冲液、二喹啉甲酸(BCA)蛋白质测定试剂盒、增强化学发光试剂盒购自上海碧云天生物技术有限公司。聚偏二氟乙烯(PVDF)膜购自美国Millipore公司。辣根过氧化物酶(HRP)偶联第二抗体、抗PIM2单克隆抗体、抗果糖-2, 6-二磷酸酶3(6-phosphofructokinase-2/fructose-2, 6-bisphosphatase 3，PFKFB3)单克隆抗体、β-肌动蛋白单克隆抗体购自美国Proteintech公司。葡萄糖摄取测定试剂盒(比色法)和L-乳酸测定试剂盒购自英国Abcam公司。Seahorse XF糖酵解应力测试试剂盒购自美国安捷伦科技公司。RNA快速纯化试剂盒购自上海翊圣生物科技有限公司。Meyer苏木素购自北京索莱宝科技有限公司。Matrigel基质购自美国BD Biosciences公司。Transwell室购自美国Corning公司。免疫组织化学检测试剂盒购自北京中杉金桥生物技术有限公司。ChemScope 6200T Machine购自上海勤翔科学仪器有限公司。Seahorse XF96细胞外流量分析仪购自美国安捷伦技术公司。XF96细胞培养微孔板购自美国Seahorse Bioscience公司。Agilent 2200 TapeStation和Qubit购自美国ThermoFisher公司。NEBNext Poly(A)mRNA磁分离模块购自美国NEB公司。
2.细胞培养、转染和分组：人胰腺癌细胞1(pancreatic carcinoma cells-1，PANC-1)获自美国生物标准品资源中心(ATCC)。PANC-1细胞接种在含有10%胎牛血清、100 U/ml青霉素和100 μg/ml链霉素的DMEM培养基中培养。
针对PIM2的慢病毒shRNA(sh-PIM2#1、sh-PIM2#2)以及阴性对照(sh-NC)和PIM2过表达载体(oe-PIM2)以及阴性对照(oe-NC)由上海吉玛制药技术有限公司合成。使用LipofectamineTM3000试剂(美国Invitrogen公司)进行细胞转染。shRNA序列如下：sh-PIM2#1，5’CCTTTTGACCAGAGGCGCTAAA 3’；sh-PIM2#2，5’CGACGAGGATTAGAGAT 3’；sh-NC，5’GUAUGACAACAGCCUCAAGTT 3’。为了考察PIM2上调或敲低对PANC-1细胞的葡萄糖摄取、乳酸产生和ECAR的影响，将转染的PANC-1细胞分为oe-NC组、oe-PIM2组和sh-NC组、sh-PIM2#1组、sh-PIM2#2组。
为了考察HJ-PI01联合131I-NaI对PANC-1细胞糖酵解、PIM2/PFKFB3信号通路影响，将PANC-1细胞分为以下处理组：对照组、HJ-PI01组、131I-NaI组、HJ-PI01+131I-NaI组，4组分别加入DMEM培养基、300 nmol/L HJ-PI01[11]、9.25 MBq/ml 131I-NaI、同时加入9.25 MBq/ml 131I-NaI和300 nmol/L HJ-PI01，均处理细胞24 h。
3.细胞活力测定：用不同剂量的131I-NaI(0、3.7、9.25、18.5和37 MBq/ml)或上述不同处理组处理细胞24 h后，将200 μl(含有8×103个细胞)PANC-1细胞接种到96孔板中，向每孔加入10 μl CCK-8溶液(5 mg/ml)。温育2 h后，对450 nm处的吸光度(A450)进行定量。通过对未处理孔的A450值进行标准化来计算细胞存活力(%)。细胞存活力(%)=(处理孔A450-空白孔A450)/(未处理孔A450-空白孔A450)×100%。
4.蛋白质印迹分析：通过放射免疫沉淀测定缓冲液制备细胞蛋白质，并通过BCA蛋白质测定试剂盒进行定量。对样品进行10%十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳(SDS-PAGE)分离，然后转移到PVDF膜。将膜用5%脱脂牛奶封闭，用一抗在4℃下孵育过夜，将膜洗涤并与辣根过氧化物酶(HRP)偶联的第二抗体在室温下孵育1 h。使用增强化学发光试剂盒和ChemScope 6200T Machine检测蛋白质信号。所用的一级抗体包括：抗PIM2(1∶1 000)、抗PFKFB3(1∶2 000)和肌动蛋白(作为阴性对照)。
5.葡萄糖摄取和乳酸生成的测量：根据试剂盒说明书，分别使用葡萄糖摄取测定试剂盒(比色法)和L-乳酸测定试剂盒测量葡萄糖摄取和乳酸生成。
6.细胞外酸化速率(extracellular acidification rate, ECAR)的测量：采用Seahorse XF糖酵解应力测试试剂盒和Seahorse XF96细胞外流量分析仪测量ECAR。在测量前1天，将细胞以2×104个细胞/孔的密度接种在XF96细胞培养微孔板中。细胞在基础条件下与非缓冲培养基孵育，然后在指定的时间点依次注射葡萄糖(10 mmol/L)、寡霉素(1 μmol/L)和2-脱氧葡萄糖(2-DG，50 mmol/L)。每个测试重复3次。
7.RNA测序与物信息学分析：由广州市锐博生物科技有限公司负责完成RNA测序。使用RNA快速纯化试剂盒，从对照组和131I-NaI组PANC-1细胞中分离总RNA。使用NEBNext Poly(A)mRNA磁分离模块富集mRNA。对RNA片段进行第一链和第二链cDNA合成，然后用于Illumina指令的NEBNext Ultra RNA文库制备试剂盒进行衔接子连接和低周期富集。使用Agilent 2200 TapeStation和Qubit评估纯化的文库产品。对于生物信息学分析，使用FastQC软件检查测序读取质量。使用DEseq/DESeq2/edgeR/DEseq软件，通过调整P < 0.05和|log2(倍数)|>1获得具有统计学意义的差异表达基因。最后，使用RBioconductor/KOBAS3.0软件中的“clusterProfiler”包进行KEGG通路富集分析。
8.动物实验：12只体质量18~22 g，4~6周龄nu/nu雌性裸鼠，购自长沙斯莱克景达实验动物有限公司，合格证号：SYXK(湘)2024-0019。所有裸鼠饲养在湿度为50%~60%、温度为24~26℃且光照/黑暗周期为12 h的受控环境中。将PANC-1细胞用胰蛋白酶消化，重悬于PBS中，并将100 μl(1×107个细胞)的细胞悬浮液皮下注射入每只小鼠的左下肢。每隔1天测量肿瘤的大小，当肿瘤体积达到约60 mm3时，采用随机数字表法将小鼠分为4组：对照组、HJ-PI01组、131I-NaI组、HJ-PI01+131I-NaI组，每组3只。HJ-PI01组小鼠灌胃给药HJ-PI01每天40 mg/kg，连续14 d。131I-NaI组小鼠尾静脉注射131I-NaI，每只小鼠9.25 MBq/200 μl。HJ-PI01+131I-NaI组尾静脉注射131I-NaI(每只小鼠9.25 MBq/200 μl)后灌胃给药HJ-PI01每天40 mg/kg，连续灌胃14 d。计算肿瘤体积，肿瘤体积(mm3)=(长×宽2)/2。两周后，进行18F-FDG PET/CT成像。将小鼠禁食8 h，然后通过尾静脉注射7.4 MBq的18F-FDG。大约1 h后，进行PET/CT成像。通过绘制感兴趣区(ROI)，由TrueD系统自动计算最大标准化摄取值(SUVmax)。PET/CT成像检测后，通过过量麻醉处死小鼠，收获肿瘤组织并储存在4%多聚甲醛固定液中，用于免疫组织化学分析。该动物实验由本院动物伦理委员会审核通过(伦理号：20230516)。
9.免疫组织化学分析：肿瘤切片脱蜡，然后加入柠檬酸缓冲液进行抗原修复。使用免疫组织化学检测试剂盒进行免疫组织化学分析。将切片与初级抗体(抗PIM2，1∶100；抗PFKFB3，1∶100；抗Ki-67，1∶100)在4℃下孵育过夜。然后将切片与生物素标记的山羊抗兔IgG二级抗体在37℃下孵育10 min，并将链霉亲和素结合的过氧化物酶与切片在37℃下孵育15 min。将切片用Meyer苏木素染色5 min，脱水后用中性树脂密封。
10.统计学处理：使用GraphPad Prism 9.0软件进行统计学分析。计量资料符合正态分布，结果以x±s表示。两组或两组以上的比较采用Student t检验或ANOVA检验。P < 0.05为差异有统计学意义。
结果1. 131I-NaI暴露诱导PANC-1细胞糖酵解131I-NaI浓度的选取：结果见表 1。131I-NaI暴露以放射性剂量依赖的方式诱导PANC-1细胞的增殖抑制(F=152.88，P＜0.05)。随着131I-NaI放射性浓度的增加，PANC-1细胞的葡萄糖摄取、乳酸产生均显著增加(F=64.18、111.60，P＜0.05)，且均于131I-NaI放射性浓度为18.5 MBq/ml时达到峰值。PFKFB3是糖酵解的关键调节因子，其表达与糖酵解水平呈正相关。随着131I-NaI放射性浓度的增加，PFKFB3在PANC-1细胞中的表达水平逐渐增加(F=147.70，P＜0.05)，并在131I-NaI为18.5 MBq/ml时达到峰值，表明细胞糖酵解水平升高。131I-NaI为9.25 MBq/ml时表现出轻度细胞毒性，但对PANC-1细胞产生明显的糖酵解作用。因此，选择9.25 MBq/ml作为后续实验的浓度。
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表 1 不同剂量131I-NaI处理后PANC-1细胞活力和糖酵解变化(%，x±s) Table 1 Changes in the viability and glycolysis of PANC-1 cells following treatment with different doses of 131I-NaI (%, x±s) |
2. 131I-NaI暴露上调PIM2介导的糖酵解：研究对暴露于131I-NaI和空白溶剂的PANC-1细胞进行了RNA测序和生物信息学分析。数据显示，与对照组相比，131I-NaI组中共有1 562和1 592个基因分别上调和下调；其中PIM2基因明显上调。GO和KEGG途径分析揭示了富集的途径涉及糖酵解。此外，131I-NaI暴露以放射性剂量依赖的方式诱导PANC-1细胞的PIM2蛋白表达，0、3.7、9.25、18.5、37 MBq/ml 131I-NaI下，PIM2相对蛋白表达分别为0.25±0.03、0.59±0.07、0.99±0.06、1.38±0.10、1.49±0.07，与0 MBq/ml 131I-NaI相比，差异有统计学意义(t=6.09、13.20、20.30、22.22，P＜0.05，图 1)。
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图 1 不同浓度131I-NaI下PANC-1细胞中PIM2蛋白表达 Figure 1 PIM2 protein expression in PANC-1 cells under treatment with different concentrations of 131I-NaI |
3.PIM2上调促进PANC-1糖酵解：通过免疫印迹检测转染效率，显示在oe-PIM2组中PIM2表达水平上调，而在sh-PIM2组中PIM2表达水平降低(图 2A、B)。与oe-NC组相比，oe-PIM2组PANC-1细胞的葡萄糖摄取、乳酸产生和ECAR均显著增加(t=10.99、13.29，F=12.71，P＜0.05)；与sh-NC组相比，sh-PIM2#1组和sh-PIM2#2组PANC-1细胞的葡萄糖摄取、乳酸产生和ECAR均显著减少(F=96.71、117.30、23.95，P＜0.05)，见图 3A、B，表 2，3。此外，免疫印迹分析显示，与oe-NC组相比，oe-PIM2组PANC-1细胞中PFKFB3蛋白表达显著增加(t=10.84，P＜0.05)；与sh-NC组相比，sh-PIM2#1组和sh-PIM2#2组PANC-1细胞PFKFB3蛋白表达显著降低(F=564.70，P＜0.05)，见图 2C、D，表 2，3。
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图 2 免疫印迹分析oe-PIM2或sh-PIM2转染的PANC-1细胞蛋白表达A、B. PIM2蛋白表达；C、D. PFKFB3蛋白表达 Figure 2 Western blot analysis of protein expression in PANC-1 cells transfected with oe-PIM2 or sh-PIM2 A, B. PIM2 protein expression; C, D. PFKFB3 protein expression |
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注：a与oe-NC组相比，t=3.56~9.34，P＜0.05；b与oe-NC组相比，t=5.00~14.45，P＜0.05；箭头为在指定的时间点加入对应的试剂 图 3 PANC-1细胞oe-PIM2(A)或sh-PIM2(B)转染后细胞外酸化速率Figure Figure 3 Extracellular acidification rates (ECARs) of PANC-1 cells following transfection with oe-PIM2(A) or sh-PIM2(B) |
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表 2 PIM2上调对PANC-1细胞葡萄糖摄取、乳酸产生及PFKFB3蛋白表达的影响(x±s) Table 2 Impacts of PIM2 upregulation on glucose uptake, lactate production, and PFKFB3 protein expression in PANC-1 cells (x±s) |
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表 3 PIM2敲低对PANC-1细胞葡萄糖摄取、乳酸产生及PFKFB3蛋白表达的影响(x±s) Table 3 Impacts of PIM2 knockdown on glucose uptake, lactate production, and PFKFB3 protein expression in PANC-1 cells (x±s) |
4.HJ-PI01联合131I-NaI对PANC-1细胞糖酵解、PIM2/PFKFB3信号通路影响：与对照组相比，HJ-PI01组和HJ-PI01+131I-NaI组PANC-1细胞中葡萄糖摄取、乳酸产生、PFKFB3蛋白表达和ECAR均显著减少(HJ-PI01组：t=4.59~13.98，P＜0.05；HJ-PI01+131I-NaI组：t=3.36~12.30，P＜0.05)，131I-NaI组PANC-1细胞中葡萄糖摄取、乳酸产生、PFKFB3蛋白表达和ECAR均显著增加(t=3.36~13.97，P＜0.05)。与131I-NaI组相比，HJ-PI01+131I-NaI组PANC-1细胞中葡萄糖摄取、乳酸产生、PFKFB3蛋白表达和ECAR均显著减少(t=5.14~20.87，P＜0.05)(图 4，5，表 4)。
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注：1.对照组；2.HJ-PI01；3.131I-NaI；4.HJ-PI01+131I-NaI。a与对照组相比，t=4.83、4.59、5.93、13.53、13.98、12.30、4.36、3.36、7.72、8.05、6.71、6.71、7.72，P＜0.05；b与131I-NaI组相比，t=5.14、5.37、14.43、15.77、13.87，P＜0.05；箭头为在指定的时间点加入对应的试剂 图 4 各组PANC-1细胞中ECAR的变化情况分析 Figure 4 Variations in ECAR among different groups of PANC-1 cells |
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注：1.对照组；2.HJ-PI01组；3.131I-NaI组；4.HJ-PI01+131I-NaI组 图 5 免疫印迹分析PANC-1细胞中PIM2、PFKFB3蛋白表达 Figure 5 Western blot analysis of PIM2 and PFKFB3 protein expression in PANC-1 cells |
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表 4 各组PANC-1细胞中葡萄糖摄取、乳酸产生、PIM2、PFKFB3蛋白表达的变化情况(x±s) Table 4 Changes in glucose uptake, lactate production, and PIM2 and PFKFB3 protein expressions among different groups of PANC-1 cells (x±s) |
5.PIM2抑制剂(HJ-PI01)增强131I-NaI在胰腺癌异种移植小鼠中的疗效：如图 6A所示，对照组、131I-NaI组、HJ-PI01组、HJ-PI01+131I-NaI组肿瘤中18F-FDG摄取的SUVmax分别为(2.80±0.10)、(1.74±0.05)、(1.35±0.05)、(0.70±0.10)；与对照组相比，131I-NaI组、HJ-PI01组、HJ-PI01+ 131I-NaI组肿瘤中18F-FDG摄取的SUVmax显著降低，比较差异有统计学意义(t=16.48、22.49、32.64，P < 0.001)，并且HJ-PI01+131I-NaI组肿瘤SUVmax显著低于131I-NaI组(t=10.16，P < 0.001)(图 6，表 5)。与18F-FDG PET/CT的结果一致，与对照组相比，131I-NaI组、HJ-PI01组和HJ-PI01+131I-NaI组显著抑制了肿瘤生长(t=5.93、11.61、19.06，P < 0.01)，其中HJ-PI01+131I-NaI组显示出最强的抗肿瘤作用(图 7)。此外，免疫组织化学分析显示，与131I-NaI组相比，HJ-PI01+131I-NaI组肿瘤组织中ki-67表达、PIM2/PFKFB3信号通路表达均显著降低(t=3.27、10.73、14.85，P < 0.05，图 8、表 5)。
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注：虚线圆圈表示肿瘤 图 6 通过18F-FDG PET/CT图像分析各组胰腺癌异种移植肿瘤的SUVmax A.对照组；B.HJ-PI01组；C.131I-NaI组；D.HJ-PI01+131I-NaI组 Figure 6 SUVmax in pancreatic cancer xenograft tumors of various groups derived from 18F-FDG PET/CT images A. Control group; B. HJ-PI01 group; C. 131I-NaI group; D. HJ-PI01+131I-NaI group |
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表 5 各组胰腺癌异种移植肿瘤的SUVmax及Ki-67、PIM2、PFKFB3表达情况(x±s) Table 5 SUVmax and expressions of Ki-67, PIM2, and PFKFB3 in pancreatic cancer xenograft tumors of various groups (x±s) |
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注：a与对照组相比，t=5.93、11.61、19.06，P＜0.05；b与131I-NaI组相比，t=7.45，P＜0.05 图 7 各组移植小鼠的肿瘤进展分析 Figure 7 Tumor progression in xenografted mice with pancreatic cancer of experimental groups |
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图 8 免疫组织化学分析各组小鼠肿瘤组织中Ki-67、PIM2、PFKFB3表达情况 Figure 8 Immunohistochemical analysis of Ki-67, PIM2, and PFKFB3 expressions in mouse tumor tissues |
讨论
近年来，TRT在各种类型的癌症治疗中表现出良好的应用前景[12]。研究证实，131I-NaI可从除肾脏以外的非靶器官中迅速清除，并在胰腺癌异种移植瘤中滞留196 h以上[13]，这是TRT治疗PDAC的重要前提；然而，单纯应用131I-NaI治疗PDAC的疗效并不理想。目前认为，TRT虽然可通过在受辐射细胞中直接触发内在自主模式(如凋亡、自噬细胞死亡、有丝分裂紊乱)或由微环境或免疫系统介导的外在非自主模式(如衰老、免疫原性细胞死亡)导致癌细胞死亡，但是肿瘤细胞也可通过激活存活途径(如DNA损伤修复、细胞周期停滞、糖酵解增强和自噬)使细胞能够承受TRT诱导损伤[14]。近年来，越来越多的证据表明，调节细胞代谢的药物具有抗癌特性[15]。线粒体代谢异常是癌症的共同特征，癌细胞代谢失调与肿瘤侵袭性和治疗耐药性增加有关[16]。此外，靶向葡萄糖代谢已经在几种类型癌症中产生了化疗和TRT增敏[17-18]。本研究提示，131I-NaI暴露可能通过激活PIM2/PFKFB3信号通路促进PANC-1细胞糖酵解增强，并且在胰腺癌异种移植裸鼠中，HJ-PI01和131I-NaI组合获得了更好的治疗效果，这主要归因于破坏了肿瘤的保护性糖酵解增强。癌细胞经历代谢重编程并转变为“糖酵解主导”代谢模式，以促进其生存并满足其对能量和大分子的需求[19]。糖酵解相关分子的异常表达导致肿瘤发生[20]。其中，有氧糖酵解可以为核苷酸、脂质和非必需氨基酸的合成提供大量中间体，对于肿瘤细胞的快速增殖至关重要，而且糖酵解产生的大量乳酸可以酸化肿瘤微环境，抑制免疫细胞的活性，从而促进肿瘤的侵袭和转移[21]。本研究结果表明，在一定剂量范围内，131I-NaI暴露以剂量依赖性方式增加了PANC-1细胞中糖酵解的关键调节因子PFKFB3表达，促进葡萄糖摄取、乳酸产生，提示糖酵解的发生。此外，进一步RNA测序和生物信息学分析显示PIM2/PFKFB3信号通路介导131I-NaI暴露对PANC-1细胞糖酵解的增强作用。大量研究表明，PIM2在许多癌症中过度表达，包括乳腺癌、前列腺癌、PDAC、肺癌和淋巴癌[22-23]。PIM2可以通过改变特定PFKFB3磷酸化位点的磷酸化水平来进一步调节乳腺癌细胞的糖代谢和耐药性[8]。PIM2还可以通过泛素-蛋白酶体途径增强多发性骨髓瘤细胞中PFKFB3蛋白的稳定性，进而促进糖酵解[24]。本研究证实了PIM2/PFKFB3信号通路的激活促进了PANC-1细胞糖酵解，而PIM2敲低则抑制PANC-1细胞糖酵解。这些发现表明PIM2/PFKFB3信号通路介导的PANC-1细胞糖酵解增强可能对TRT的疗效产生负面影响。
PIM激酶抑制剂作为一类新的癌症治疗药物[25]。研究发现，当PIM-1抑制后，PIM-2在不同癌症类型中表达增加表明Pim-2抑制剂可能是多种癌症的治疗靶点[26]。HJ-PI01是一种新型PIM2抑制剂，研究发现其可在体外和体内诱导人乳腺癌细胞凋亡、线粒体凋亡和细胞自噬[11]。本研究中，当PIM2被HJ-PI01抑制时，131I-NaI显示出更强的抗肿瘤能力，表明阻断胰腺癌细胞中PIM2/PFKFB3信号通路介导的糖酵解增强降低了其抵抗辐射损伤的能力。据报道，PIM2抑制有可能增强耐药性肿瘤的治疗敏感性[27]。根据本研究结果，抑制PIM2对131I-NaI TRT有促进作用，其可能通过破坏PANC-1细胞的能量代谢提高131I-NaI TRT的抗癌能力。未来的研究将集中于阐明TRT诱导PIM2增强的潜在分子机制，以及TRT与PIM2抑制的协同作用。本研究结果为131I-NaI TRT联合PIM2抑制剂治疗PDAC的临床前研究提供了参考。
总之，本研究表明，抑制PIM2/PFKFB3信号通路介导的PANC-1细胞糖酵解增强可以显著提高131I-NaI在胰腺癌中的抗癌能力，为胰腺癌的放射性治疗提供了一种新的策略。
利益冲突 无
作者贡献声明 栾玉芬负责研究的总体实施、论文撰写与修改；罗居东、万仁明负责研究资料的收集查阅；李光宇负责研究数据的统计分析；范光磊负责研究设计
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