中华放射医学与防护杂志  2016, Vol. 36 Issue (4): 312-315   PDF    
氧化应激在放射性肺损伤中的相关研究进展
陈曦, 赵路军, 徐利明, 王平     
300060 天津医科大学肿瘤医院放疗科 国家肿瘤临床医学研究中心 天津市肿瘤防治重点实验室
[摘要]    放射治疗是胸部恶性肿瘤的重要治疗手段。放射性肺损伤是胸部放疗的主要剂量限制因素。射线作用于机体产生大量内源性和外源性活性氧/氮类物质。这些物质通过对DNA、蛋白质及脂膜的直接作用使细胞结构破坏,功能缺失,是早期肺损伤的重要原因。此外,通过一系列细胞、细胞因子的作用,慢性氧化应激逐渐形成,参与细胞通透性增加、组织水肿、细胞外基质纤维蛋白堆积的过程,最终导致放射性纤维化。氧化应激学说为人们更深入地认识放射性肺损伤提供了新的线索和途径,一些抗氧化应激药物也显示了良好的临床应用前景。
[关键词]     氧化应激    放射性肺损伤    活性氧类物质    
Research progress of oxidative stress in radiation-induced lung injury
Chen Xi, Zhao Lujun, Xu Liming, Wang Ping     
Department of Radiation Oncology, Tianjin Medical University Cancer Institnte and Hospital, National Clinical Research Center of Cancer, Key Laboratory of Cancer Prevention and Therapy, Tianjin, Tianjin 300060, China
Fund programs: National Natural Science Foundation (30970864)
Corresponding author: Wang Ping, Email: tjdoctorwang@163.com
[Abstract]    Although it has been frequently used to treat thoraxic tumors, radiation induced lung injury (RILI) is the major factor of dose limitation in thoracic radiotherapy. Amount of endogenous and exogenous reactive oxygen/nitrogen species (ROS/RNOS) could be generated in the radiated organisms and further cause molecular damage of DNA, protein and membrane lipids, which results in celluar structure damage, dysfunction and RILI. In addition, a series of cytokines could also induce chronic oxidative stresses that contribute to increases in cell membrane permeability, tissue edema and extracellular matrix proteins accumulation and even further result in pulmonary fibrosis. Oxidative stress theory offers new clues and strategies for further understanding the mechanism of RILI, and some anti-oxidative stress drugs may have potential clincial application in RILI treatment.
[Key words]     Oxidative stress    Radiation-induced lung injury    Reactive oxygen species    

放射性肺损伤(radiation induced lung injury,RILI)是胸部肿瘤放疗的常见并发症。研究表明,在接受放射治疗的肺癌、乳腺癌、淋巴瘤以及胸腺瘤等疾病的患者中,由放疗引起的肺损伤发生率仍徘徊在20.3%~36.9%[1, 2, 3, 4]。虽然正常肺组织的放射性反应在动物及人类中已经被广泛研究,但导致后期辐射损伤的机制仍不完全清楚。

近年来,随着研究的不断深入,人们对放射性肺损伤机制的认知从传统上的“靶细胞死亡”假说转变为“一种连续性的、多种细胞参与的过程”,这个过程是动态的、不断发展的,并没有一个严格的时间点来区分“急性期”和“慢性期”。而在这个复杂过程中,射线所致的氧化应激状态是作为始动因素存在的[5]。本文就氧化应激在放射性肺损伤发生、发展机制中的作用进行综述。

一、 氧化应激产生的生化分子机制

氧化应激是指机体在遭受有害刺激或发生组织细胞损伤时,体内活性氧自由基和活性氮氧自由基生成增多,超出机体抗氧化体系的清除能力时,引起组织器官内的生物大分子生理生化功能障碍,导致组织细胞损伤加重的病理生理过程。

1.外源性活性氧/氮物质的生成:射线所致的氧化应激作用起始于活性氧/氮物质(ROS/RNOS)的生成。当射线作用于正常组织时,其对水分子及其他靶分子发生离子化反应,导致活性氧类物质大量爆发产生[6]。水经过辐射分解产生的活性物质包括:羟自由基、氢自由基、过氧化氢、超氧自由基以及氢过氧自由基。其中,羟自由基在细胞中破坏性最大,60%~70%的放射性DNA损伤由羟自由基引起[7],因而也成为氧化应激作用的核心物质。大多数的初级自由基在产生后的1 ms内即消失,而超氧自由基和过氧化氢则相对稳定。超氧自由基不能通过脂质膜进入胞内,相对较为惰性,但可与多种靶物质反应生成其他种类的自由基;相比之下,过氧化氢可自由出入细胞膜,在有过渡金属存在的情况下可产生多种活性氧自由基,直接对细胞内结构进行破坏。除此之外,次卤酸,特别是次氯酸(HOCl)也是较为重要的衍生活性氧物质。

射线照射使得细胞内的一氧化氮合酶激活,进而产生较多的一氧化氮(NO),而活性氮物质是指一氧化氮与包括活性氧物质在内的化合物相互作用,衍生出一系列包括过氧化硝基(ONOO·)、过氧亚硝酸(ONOOH)、亚硝基过氧化羧酸(ONOOCO2-)、二氧化氮(NO2)等具有高度氧化活性的自由基和硝基类化合物[8]。其中过氧亚硝基及其质子形式过氧亚硝酸最为重要,本身具备高生物活性的同时,还可通过一系列反应生成其他种类的RNOS[9]

2.内源性活性氧物质生成:内源性的ROS主要来自于线粒体的有氧呼吸和代谢过程,是呼吸链的副产物源,也是机体内的ROS的主要来源[10]。正常情况下,在真核生物细胞线粒体内,经过酶复合物Ⅰ~Ⅳ,电子从还原性分子转移到分子氧,复合物酶Ⅳ(细胞色素C氧化酶)位于电子传递链的末端,确保氧还原为水,而没有ROS产生,即经过4步单电子还原反应,一分子氧被还原成两分子水。如果氧与上游的复合物,尤其是直接与复合物Ⅰ和Ⅲ反应,此时氧分子仅被部分还原,生成超氧阴离子和过氧化氢,即线粒体“电子漏”,此时约0.1%的氧被线粒体还原为超氧阴离子。超氧阴离子是初级的ROS,通过氧化还原反应,可转化为其他种类的ROS[11]。除了线粒体,内源性的ROS还可来源于细胞的其他组分,如过氧化物酶体、微粒体、激活的炎症细胞、细胞色素P450、一氧化碳酶系统、NO合成酶及参与炎症过程的几种其他酶[12]

二、活性氧/氮物质对正常肺组织的直接作用与放射性肺损伤

ROS对肺组织的直接损伤被认为是早期放射性肺损伤的重要原因之一。随着照射的进行,肺组织中ROS及其他自由基持续生成,凭借其高生物学活性,ROS可对DNA、蛋白质及脂膜进行破坏。若机体的修复能力不足以抵消破坏作用时,便会出现氧化应激损伤,表现为细胞结构损坏、功能缺失,进而出现肺部的病理改变。

射线所致的DNA损伤形式包括氧化类碱基的形成、脱碱基位点、核酸链内加合物、DNA与DNA/蛋白质交联反应、单/双链断裂[13],这是由ROS(主要是羟自由基)与DNA相互作用导致。羟自由基可直接与碱基之间的双键结合,这使得碱基脱落,形成氧化类碱基及脱碱基位点[14]。羟自由基的高生物学活性还使其能够从胸腺嘧啶的甲基及DNA的C-H键上夺获氢原子,导致DNA链核糖磷酸骨架破坏,形成单/双链断裂。双链断裂最为致命,如不能被及时修复,就会发生细胞死亡[15]

不饱和脂肪酸因含有大量双键而易被自由基攻击,最终形成脂氢过氧化物。若膜脂质发生过氧化反应,会使胞膜硬化,影响渗透性,并能减低膜结合型酶及膜受体的活性[16]。此外,自由基还可直接与膜蛋白发生反应,导致多肽链断裂、氨基酸侧链被氧化以及蛋白质-蛋白质交联的形成[17]。这些改变使得细胞结构完整性遭到破坏,同时还会影响某些酶类蛋白质的生物活性,甚至干扰正常的细胞信号转导路径,进而使肺脏的正常功能受到影响[18]

上述活性氧/氮物质对正常肺组织的破坏使得肺部呈现急性间质性炎症,表现为肺实质细胞的坏死或凋亡、肺泡壁微血管屏障被破坏、炎症渗出引起肺组织血气交换功能障碍。电镜病理示Ⅰ型及Ⅱ型肺泡上皮细胞脱落到肺泡腔,肺毛细血管内皮细胞吞噬小泡增多,间隙增宽,血浆蛋白呈伪足状向肺泡腔内及肺泡壁渗出。这些改变使得组织缺氧形成,对后期肺纤维化改变有一定促进作用。

三、慢性氧化应激与放射性肺损伤

前文已经提到,射线照射所产生的活性氧类物质在很短的时间内即消失,然而,停止射线照射后数周甚至数月仍可发现氧化应激存在的证据。Kang等[19]检测到照射后15~20周小鼠肺组织中的丙二醛(脂质过氧化产物)含量增加,支持肺组织内发生照射诱导的慢性氧化应激的说法;类似地,Vujaskovic等[20]用单剂量28 Gy局部照射大鼠肺,照射6周后检测组织缺氧标志物哌莫硝唑证实了受照组织缺氧的存在,而且早于肺功能及组织学改变。组织缺氧可影响线粒体氧化呼吸链功能,使ROS产生增加。这说明,射线作用于机体后会产生一系列后续效应,使得活性氧物质呈持续高水平状态。

已有研究表明,除却自由基对组织细胞的直接作用外,氧化应激还可触发一系列基因及分子事件,参与放射性肺损伤的形成,这个过程涉及多种细胞因子、细胞类型以及基因产物。活性氧/氮物质通过直接作用损伤肺组织,使得血管内皮细胞受损,进而导致通透性增加、组织水肿、细胞外基质纤维蛋白堆积[21]。随后机体发生炎性反应,巨噬细胞激活,伴随其他炎性细胞浸润损伤部位。巨噬细胞主要来源于外周循环的单核细胞,被激活后可分泌多种细胞因子,并能产生ROS[22]。血管反应以及炎性浸润造成的氧耗量增加使得低氧状态形成,而低氧使线粒体氧化呼吸链功能障碍,促使更多的ROS产生,这些继发性大量生成的ROS很快将机体的抗氧化能力消耗殆尽,进一步加重组织损伤,使肺部病变持续存在[23]

四、氧化应激与肺损伤相关细胞因子

放射性肺损伤相关细胞因子包括肿瘤坏死因子α(TNF-α)、白细胞介素1、6、8(IL-1、6、8)、转化生长因子β(TGF-β)、血小板源性生长因子(PDGF)等,这些细胞因子大多由激活的巨噬细胞产生,其中以TGF-β最为重要。TGF-β通过趋化炎性细胞及单核巨噬细胞、趋化并促进成纤维细胞分裂增殖及成熟分化、刺激成纤维细胞大量合成胶原蛋白、调节细胞外基质表面整合素受体的表达等作用在促进放射性肺纤维化过程中发挥重要作用[24]

与此同时,这些细胞因子还可作用于NADPH氧化酶系统,使机体内生性ROS生成增多。Gertzberg等[25]发现TNF-α导致的肺内皮细胞功能障碍是由于NADPH氧化酶过度激活产生大量氧自由基所致,类似地,TGF-β1也具备同样的能力,且其还可作用于线粒体电子传递链使ROS生成增多[26]。这样就形成了一个恶性循环:活性氧物质可直接损伤肺组织,导致巨噬细胞激活,产生大量细胞因子,细胞因子反过来又使得内生性活性氧物质增多,进一步加重肺组织损伤,即所谓的“细胞因子-氧化应激-细胞因子”循环。这使得氧化应激成为一个慢性过程,同时也为促纤维化细胞因子提供了“栖身之所”,这些病理因素的持续存在,最终导致放射性肺纤维化的形成。

五、氧化应激为放射性肺损伤的防治提供新策略

目前,已有多项研究证据表明抗氧化应激药物可缓解放射性肺损伤,其中最具代表性的是超氧化物歧化酶(SOD)及其模拟物。SOD是生物体内重要的抗氧化酶,具有特殊的生理活性,是生物体内清除自由基的首要物质,可特异性地催化氧自由基发生歧化反应,清除体内有毒性作用的自由基,使自由基的产生和清除处于动态平衡之中[27]。Epperly等[28]发现小鼠在照射前通过气管内途径注射MnSOD脂质体可减轻食管及肺组织的损害。由于SOD不能通过细胞膜及血脑屏障,且稳定性较差,因此,寻找具有更小分子质量、更高生物稳定性、膜通透性的SOD模拟物成为研究方向。MnTE-2-PyP5+是SOD模拟物的一种,具备高效清除ROS的能力,并且可以抑制DNA的氧化[29]。即使在放射后(2 h~8周)给药,MnTE-2-PyP5+亦能减轻放射所致氧化应激状态[30]

褪黑素(N-乙酰-5-甲氧基色胺,MLT)由松果体合成,在血浆中的半衰期为30~57 min[31]。近年来发现其可直接清除羟自由基,因而具备放射保护作用[32]。MLT的高度脂溶性使得它可以通过胞膜及生理学屏障,并能显著阻止脂质过氧化;此外,MLT还可增强其他抗氧化物质的生物学活性,如SOD[33]

过氧化物酶体增生物激活受体(PPAR)是核激素受体家族中的配体激活受体,在不同的物种中已经发现了它的3种亚型,控制许多细胞内的代谢过程,属于配体诱导核受体。它可以刺激抗氧化酶的表达,并且抑制NADPH氧化酶系统,维持机体氧化还原平衡[34]。因此,PPAR可能会在放射性肺损伤的防治中占据一席之地。

六、问题与展望

鉴于放疗在胸部肿瘤治疗中占有极其重要的地位,如何更有效地防治放射性肺损伤仍是一个需要长期思考的问题。随着研究的不断深入,氧化应激作用作为放射性肺损伤的发生发展过程中的重要因素越来越得到重视。活性氧物质可直接作用于正常肺组织,使其发生过氧化,失去正常结构和功能,是导致早期放射性肺损伤的重要原因;通过一系列细胞、细胞因子的作用,慢性氧化应激逐渐形成,造成肺部病变迁延不愈,逐渐导致肺纤维化。其中,相关因子如TGF-β的作用也得到揭示,作为可能的病理生理途径,“氧化应激-相关因子-放射性肺损伤”逐渐成为研究的热点,通过它找寻新的损伤干预手段,可能为放射性肺损伤的预防与治疗提供新策略。积极寻找发现氧化应激的相关通路,从分子水平抑制其发生发展,是目前亟待解决的问题,也适应当前“精准医学”的大潮。相信随着分子生物学、免疫学、图像分析技术以及基础研究的不断探索、现代放疗设备和技术应用,最终将阐明放射性肺损伤的发生机制,更有效地进行诊断和治疗,并能减轻放射性肺损伤的危害。

利益冲突 本人与本人家属、其他研究者,未因进行该研究而接受任何不正当的职务或财务利益,在此对研究的独立性和科学性予以保证

作者贡献声明 陈曦负责收集文献,撰写初稿;赵路军和徐利明负责修改文章;王平负责拟定文章总体思路

参考文献
[1] Matsuo Y, Shibuya K, Nakamura M, et al. Dose—volume metrics associated with radiation pneumonitis after stereotactic body radiation therapy for lung cancer[J]. Int J Radiat Oncol Biol Phys, 2012,83(4):e545-549. DOI: 10.1016/j.ijrobp.2012.01.018.
[2] Rosenzweig KE, Zauderer MG, Laser B, et al. Pleural intensity-modulated radiotherapy for malignant pleural mesothelioma[J]. Int J Radiat Oncol Biol Phys, 2012,83(4):1278-1283. DOI: 10.1016/j.ijrobp.2011.09.027.
[3] Minor GI, Yashar CM, Spanos WJ, et al. The relationship of radiation pneumonitis to treated lung volume in breast conservation therapy[J]. Breast J, 2006,12(1):48-52. DOI: 10.1111/j.1075-122X.2006.00180.x.
[4] Liu HW, Seftel MD, Rubinger M, et al. Total body irradiation compared with BEAM: Long-term outcomes of peripheral blood autologous stem cell transplantation for non-Hodgkin's lymphoma[J]. Int J Radiat Oncol Biol Phys, 2010,78(2):513-520. DOI: 10.1016/j.ijrobp.2009.08.024.
[5] Rodemann HP, Blaese MA. Responses of normal cells to ionizing radiation[J]. Semin Radiat Oncol, 2007,17(2):81-88. DOI: 10.1016/j.semradonc.2006.11.005.
[6] Riley PA. Free radicals in biology: oxidative stress and the effects of ionizing radiation[J]. Int J Radiat Biol, 1994,65(1):27-33. DOI:10.1080/09553009414550041.
[7] Ward JF. DNA damage produced by ionizing radiation in mammalian cells: identities, mechanisms of formation, and reparability[J]. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol, 1988,35:95-125. DOI:10.1016/S0079-6603(08)60611-X.
[8] Freeman SL, MacNaughton WK. Ionizing radiation induces iNOS-mediated epithelial dysfunction in the absence of an inflammatory response[J]. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol, 2000,278(2):G243-250.
[9] Radi R, Peluffo G, Alvarez MN, et al. Unraveling peroxynitrite formation in biological systems[J]. Free Radic Biol Med, 2001,30(5):463-488. DOI:10.1016/S0891-5849(00)00373-7.
[10] Murphy MP. How mitochondria produce reactive oxygen species[J]. Biochem J, 2009,417(1):1-13. DOI: 10.1042/BJ20081386.
[11] Fridovich I. Oxygen: how do we stand it?[J]. Med Princ Pract, 2013,22(2):131-137. DOI: 10.1159/000339212.
[12] Miyamoto K, Sato EF, Kasahara E, et al. Effect of oxidative stress during repeated ovulation on the structure and functions of the ovary, oocytes, and their mitochondria[J]. Free Radic Biol Med, 2010,49(4):674-681. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2010.05.025.
[13] Ward JF. The complexity of DNA damage: relevance to biological consequences[J]. Int J Radiat Biol, 1994,66(5):427-432. DOI: 10.1080/09553009414551401.
[14] Riley P. Does iodinated contrast medium amplify DNA damage during exposure to radiation[J]. Br J Radiol, 2015,88(1055):20150474. DOI: 10.1259/bjr.20150474.
[15] Rak J, Chomicz L, Wiczk J, et al. Mechanisms of damage to DNA labeled with electrophilic nucleobases induced by ionizing or UV radiation[J]. J Phys Chem B, 2015,119(26):8227-8238. DOI: 10.1021/acs.jpcb.5b03948.
[16] Reed T, Perluigi M, Sultana R, et al. Redox proteomic identification of 4-hydroxy-2-nonenal-modified brain proteins in amnestic mild cognitive impairment: insight into the role of lipid peroxidation in the progression and pathogenesis of Alzheimer's disease[J]. Neurobiol Dis, 2008,30(1):107-120. DOI: 10.1016/j.nbd.2007.12.007.
[17] Viteri G, Chung YW, Stadtman ER. Effect of progerin on the accumulation of oxidized proteins in fibroblasts from Hutchinson Gilford progeria patients[J]. Mech Ageing Dev, 2010,131(1):2-8. DOI: 10.1016/j.mad.2009.11.006.
[18] Gueranger Q, Li F, Peacock M, et al. Protein oxidation and DNA repair inhibition by 6-thioguanine and UVA radiation[J]. J Invest Dermatol, 2014,134(5):1408-1417. DOI: 10.1038/jid.2013.509.
[19] Kang SK, Rabbani ZN, Folz RJ, et al. Overexpression of extracellular superoxide dismutase protects mice from radiation-induced lung injury[J]. Int J Radiat Oncol Biol Phys, 2003,57(4):1056-1066. DOI:10.1016/S0360-3016(03)01369-5.
[20] Vujaskovic Z, Anscher MS, Feng QF, et al. Radiation-induced hypoxia may perpetuate late normal tissue injury[J]. Int J Radiat Oncol Biol Phys, 2001,50(4):851-855. DOI:10.1016/S0360-3016(01)01593-0.
[21] Li YQ, Ballinger JR, Nordal RA, et al. Hypoxia in radiation-induced blood-spinal cord barrier breakdown[J]. Cancer Res, 2001,61(8):3348-3354.
[22] Murray LA, Chen Q, Kramer MS, et al. TGF-beta driven lung fibrosis is macrophage dependent and blocked by Serum amyloid P[J]. Int J Biochem Cell Biol, 2011,43(1):154-162. DOI: 10.1016/j.biocel.2010.10.013.
[23] Zhao W, Robbins ME. Inflammation and chronic oxidative stress in radiation-induced late normal tissue injury: therapeutic implications[J]. Curr Med Chem, 2009,16(2):130-143. DOI: 10.2174/092986709787002790.
[24] Martin M, Lefaix J, Delanian S. TGF-beta1 and radiation fibrosis: a master switch and a specific therapeutic target?[J]. Int J Radiat Oncol Biol Phys, 2000,47(2):277-290. DOI:10.1016/S0360-3016(00)00435-1.
[25] Gertzberg N, Gurnani T, Neumann P, et al. Tumor necrosis factor-alpha causes barrier dysfunction mediated by tyrosine198 and tyrosine218 in beta-actin[J]. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol, 2007,293(5):L1219-1229. DOI: 10.1152/ajplung.00083.2007.
[26] Carmona-Cuenca I, Roncero C, Sancho P, et al. Upregulation of the NADPH oxidase NOX4 by TGF-beta in hepatocytes is required for its pro-apoptotic activity[J]. J Hepatol, 2008,49(6):965-976. DOI: 10.1016/j.jhep.2008.07.021.
[27] Pan J, Su Y, Hou X, et al. Protective effect of recombinant protein SOD-TAT on radiation-induced lung injury in mice[J]. Life Sci, 2012,91(3-4):89-93. DOI: 10.1016/j.lfs.2012.06.003.
[28] Epperly MW, Wang H, Jones JA, et al. Antioxidant-chemoprevention diet ameliorates late effects of total-body irradiation and supplements radioprotection by MnSOD-plasmid liposome administration[J]. Radiat Res, 2011,175(6):759-765. DOI: 10.1667/RR2398.1.
[29] Vujaskovic Z, Batinic-Haberle I, Rabbani ZN, et al. A small molecular weight catalytic metalloporphyrin antioxidant with superoxide dismutase (SOD) mimetic properties protects lungs from radiation-induced injury[J]. Free Radic Biol Med, 2002,33(6):857-863. DOI:10.1016/S0891-5849(02)00980-2.
[30] Gauter-Fleckenstein B, Fleckenstein K, Owzar K, et al. Comparison of two Mn porphyrin-based mimics of superoxide dismutase in pulmonary radioprotection[J]. Free Radic Biol Med, 2008,44(6):982-989. DOI: 10.1016/j.freeradbiomed.2007.10.058.
[31] Huang CC, Lai CJ, Tsai MH, et al. Effects of melatonin on the nitric oxide system and protein nitration in the hypobaric hypoxic rat hippocampus[J]. BMC Neurosci, 2015,16:61. DOI: 10.1186/s12868-015-0199-6.
[32] Citrin D, Cotrim AP, Hyodo F, et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury[J]. Oncologist, 2010,15(4):360-371. DOI: 10.1634/theoncologist.2009-S104.
[33] Tahamtan R, Monfared AS, Tahamtani Y, et al. Radioprotective effect of melatonin on radiation-induced lung injury and lipid peroxidation in rats[J]. Cell J, 2015,17(1):111-120.
[34] El-Sheikh AA, Rifaai RA. Peroxisome proliferator activator receptor (PPAR)-gamma ligand, but not PPAR-alpha , ameliorates cyclophosphamide-induced oxidative stress and inflammation in rat liver[J]. PPAR Res, 2014,2014:626319. DOI:10.1155/2014/626319.